| 摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-6页 |
| 英文缩略词注释表 | 第7-10页 |
| 1 绪论 | 第10-19页 |
| 1.1 乳酸脱氢酶 | 第10-12页 |
| 1.1.1 乳酸脱氢酶的简介 | 第10页 |
| 1.1.2 乳酸脱氢酶的三维结构 | 第10-11页 |
| 1.1.3 乳酸脱氢酶的催化机制 | 第11-12页 |
| 1.1.4 乳酸脱氢酶的应用 | 第12页 |
| 1.2 苯乳酸概述 | 第12-15页 |
| 1.2.1 苯乳酸的理化性质 | 第12-13页 |
| 1.2.2 苯乳酸的应用价值 | 第13-14页 |
| 1.2.3 苯乳酸的合成 | 第14-15页 |
| 1.3 乳酸脱氢酶在生物合成苯乳酸方面的国内外研究现状 | 第15-17页 |
| 1.3.1 乳酸脱氢酶的挖掘 | 第16-17页 |
| 1.3.2 定向改造提高乳酸脱氢酶对苯丙酮酸的催化活性 | 第17页 |
| 1.4 立题依据和主要研究内容 | 第17-19页 |
| 1.4.1 立题依据 | 第17-18页 |
| 1.4.2 主要研究内容 | 第18-19页 |
| 2 材料与方法 | 第19-29页 |
| 2.1 实验材料 | 第19-21页 |
| 2.1.1 菌株、质粒和工具酶 | 第19页 |
| 2.1.2 主要试剂、溶液和培养基 | 第19页 |
| 2.1.3 引物 | 第19-20页 |
| 2.1.4 主要仪器设备 | 第20页 |
| 2.1.5 主要网站和软件 | 第20-21页 |
| 2.2 实验方法 | 第21-29页 |
| 2.2.1 L.caseiL-LDH基因的克隆 | 第21-22页 |
| 2.2.2 L.caseiL-LDH基因在E.coli中的表达 | 第22-23页 |
| 2.2.3 重组E.coli全细胞催化的不对称还原反应 | 第23页 |
| 2.2.4 酶蛋白的分离纯化 | 第23-24页 |
| 2.2.5 E.coli/Lcldh1诱导表达条件的优化 | 第24页 |
| 2.2.6 酶学性质的测定 | 第24-25页 |
| 2.2.7 L-LcLDH1的定点突变和定点饱和突变 | 第25-27页 |
| 2.2.8 E.coli/Lcldh1I229A/Q88A在制备L-苯乳酸中的应用研究 | 第27-29页 |
| 3 结果与讨论 | 第29-50页 |
| 3.1 L.caseiL-LDH基因的克隆及在E.coli中的表达 | 第29-35页 |
| 3.1.1 L.caseiL-LDH基因的克隆 | 第29页 |
| 3.1.2 L-LDH的诱导表达 | 第29-30页 |
| 3.1.3 重组E.coli全细胞催化苯丙酮酸的活性比较 | 第30-31页 |
| 3.1.4 E.coli/Lcldh1诱导表达条件的优化 | 第31-32页 |
| 3.1.5 L-LcLDH1的分离纯化 | 第32-33页 |
| 3.1.6 L-LcLDH1的酶学性质分析 | 第33-35页 |
| 3.2 定点突变和定点饱和突变提高L-LcLDH1的催化活性 | 第35-45页 |
| 3.2.1 突变位点的选择 | 第36-37页 |
| 3.2.2 单点突变酶基因质粒的构建 | 第37-38页 |
| 3.2.3 单点突变酶的表达 | 第38-39页 |
| 3.2.4 单点突变酶动力学参数的测定 | 第39页 |
| 3.2.5 饱和突变文库的构建 | 第39-40页 |
| 3.2.6 饱和突变文库的筛选 | 第40-41页 |
| 3.2.7 L-LcLDH1Q88R/I229Q和L-LcLDH1I229A/Q88A酶学性质的测定 | 第41-43页 |
| 3.2.8 L-LcLDH1及其突变酶的三维结构分析 | 第43-44页 |
| 3.2.9 讨论 | 第44-45页 |
| 3.3 E.coli/Lcldh1I229A/Q88A在制备L-苯乳酸中的应用研究 | 第45-50页 |
| 3.3.1 底物浓度对全细胞不对称还原反应的影响 | 第45-46页 |
| 3.3.2 有机溶剂对全细胞稳定性的影响 | 第46-47页 |
| 3.3.3 全细胞不对称还原反应条件的优化 | 第47-48页 |
| 3.3.4 E.coli/Lcldh1I229A/Q88A全细胞分批补料生产L-苯乳酸 | 第48-50页 |
| 主要结论与展望 | 第50-52页 |
| 致谢 | 第52-53页 |
| 参考文献 | 第53-59页 |
| 附录：作者在攻读硕士学位期间发表的论文 | 第59页 |
