| 摘要 | 第3-6页 |
| ABSTRACT | 第6-9页 |
| 第一章 绪论 | 第13-24页 |
| 1.1 水产品中主要腐败菌 | 第13页 |
| 1.1.1 荧光假单胞菌 | 第13页 |
| 1.1.2 波罗的海希瓦氏菌 | 第13页 |
| 1.2 生物被膜 | 第13-15页 |
| 1.2.1 生物被膜的定义 | 第13-14页 |
| 1.2.2 生物被膜的常见分子特性 | 第14页 |
| 1.2.3 生物被膜的优势 | 第14-15页 |
| 1.3 多元物种生物被膜 | 第15-21页 |
| 1.3.1 多元物种生物被膜概述 | 第15页 |
| 1.3.2 多元物种生物被膜的形成过程 | 第15-19页 |
| 1.3.2.1 可逆粘附 | 第16-17页 |
| 1.3.2.2 不可逆粘附 | 第17页 |
| 1.3.2.3 微菌落形成 | 第17-18页 |
| 1.3.2.4 成熟 | 第18页 |
| 1.3.2.5 播撒 | 第18-19页 |
| 1.3.3 多元物种被膜中的细菌相互作用 | 第19-21页 |
| 1.4 群体感应与生物被膜的关系 | 第21-22页 |
| 1.5 本课题的研究目的、意义和内容 | 第22-24页 |
| 第二章 鱼源P.fluorescens生物被膜形成和致腐表型的研究 | 第24-34页 |
| 2.1 前言 | 第24页 |
| 2.2 材料与设备 | 第24-25页 |
| 2.2.1 菌种及培养条件 | 第24-25页 |
| 2.2.2 试剂 | 第25页 |
| 2.2.3 主要仪器设备 | 第25页 |
| 2.3 实验方法 | 第25-27页 |
| 2.3.1 活化培养 | 第25页 |
| 2.3.2 生长曲线测定 | 第25页 |
| 2.3.3 结晶紫法定量检测生物被膜 | 第25-26页 |
| 2.3.4 胞外多糖(EPS)含量测定 | 第26页 |
| 2.3.5 珠涡流法 | 第26页 |
| 2.3.6 荧光显微镜观察 | 第26页 |
| 2.3.7 泳动性测定 | 第26页 |
| 2.3.8 蛋白酶活性测定 | 第26-27页 |
| 2.3.9 嗜铁素检测 | 第27页 |
| 2.3.10 生物报告菌检测信号分子 | 第27页 |
| 2.3.11 统计学处理 | 第27页 |
| 2.4 结果与分析 | 第27-33页 |
| 2.4.1 荧光假单胞菌分离株的生长曲线 | 第27-28页 |
| 2.4.2 荧光假单胞菌分离株的生物被膜形成 | 第28-30页 |
| 2.4.2.1 结晶紫法测定生物被膜含量 | 第28-29页 |
| 2.4.2.2 EPS含量 | 第29-30页 |
| 2.4.3 荧光假单胞菌分离株的粘附能力 | 第30-31页 |
| 2.4.4 荧光假单胞菌分离株的泳动性 | 第31页 |
| 2.4.5 荧光假单胞菌分离株的蛋白酶和嗜铁素活性 | 第31-32页 |
| 2.4.6 生物报告菌法检测AHLs信号分子 | 第32-33页 |
| 2.5 讨论与分析 | 第33-34页 |
| 第三章 P.fluorescens和S.baltica单菌和混菌在不同温度下的被膜形成 | 第34-48页 |
| 3.1 前言 | 第34-35页 |
| 3.2 材料与设备 | 第35-36页 |
| 3.2.1 菌种及培养条件 | 第35页 |
| 3.2.2 培养基和主要试剂 | 第35页 |
| 3.2.3 仪器设备 | 第35-36页 |
| 3.3 实验方法 | 第36-37页 |
| 3.3.1 生长曲线测定 | 第36页 |
| 3.3.2 结晶紫法定量检测生物被膜 | 第36页 |
| 3.3.3 胞外多糖(EPS)含量测定 | 第36页 |
| 3.3.4 薄膜试验和扫描电镜(SEM)观察 | 第36-37页 |
| 3.3.5 荧光显微镜观察 | 第37页 |
| 3.3.6 共聚焦显微镜(CLSM)观察 | 第37页 |
| 3.3.7 生物报告菌和LC-MS/MS检测信号分子 | 第37页 |
| 3.4 数据处理和制图 | 第37页 |
| 3.5 结果与分析 | 第37-45页 |
| 3.5.1 单/共培养下的生长曲线 | 第37-38页 |
| 3.5.2 单/共培养下生物被膜的形成 | 第38-40页 |
| 3.5.3 单/共培养下胞外多糖含量 | 第40页 |
| 3.5.4 不同菌种及共培养对薄膜形成的影响 | 第40-42页 |
| 3.5.5 单菌与混菌的粘附能力和生物被膜形成 | 第42-44页 |
| 3.5.6 共培养对P.fluorescens AHLs活性的影响 | 第44-45页 |
| 3.6 讨论 | 第45-48页 |
| 第四章 P.fluorescence中luxI基因缺失对单菌和混菌生物被膜的影响 | 第48-61页 |
| 4.1 前言 | 第48页 |
| 4.2 材料与仪器 | 第48-49页 |
| 4.2.1 菌种及培养条件 | 第48页 |
| 4.2.2 主要试剂和培养基 | 第48-49页 |
| 4.2.3 主要仪器 | 第49页 |
| 4.3 实验方法 | 第49-50页 |
| 4.3.1 缺失株luxI基因缺失验证 | 第49页 |
| 4.3.1.1 DNA提取 | 第49页 |
| 4.3.1.2 引物设计及PCR扩增 | 第49页 |
| 4.3.2 生物报告菌法和LC-MS/MS检测缺失株和野生株信号分子 | 第49页 |
| 4.3.3 生长曲线测定 | 第49-50页 |
| 4.3.4 结晶紫法定量检测生物被膜 | 第50页 |
| 4.3.5 珠涡流法 | 第50页 |
| 4.3.6 泳动性测定 | 第50页 |
| 4.3.7 胞外多糖含量测定 | 第50页 |
| 4.3.8 共聚焦显微镜(CLSM)观察 | 第50页 |
| 4.4 数据处理和分析 | 第50页 |
| 4.5 结果与分析 | 第50-59页 |
| 4.5.1 PF07缺失株luxI基因扩增和活性分析 | 第50-52页 |
| 4.5.2 PF07野生株和缺失株的生长及粘附变化 | 第52-53页 |
| 4.5.3 PF07野生株和缺失株的生物被膜变化 | 第53-54页 |
| 4.5.4 PF07野生株和缺失株的水溶性胞外多糖含量变化 | 第54-55页 |
| 4.5.5 PF07野生株和缺失株的泳动能力变化 | 第55-56页 |
| 4.5.6 luxI基因缺失对混菌生长和生物被膜的影响 | 第56-57页 |
| 4.5.7 P.fluorescens和S.baltica上清提取液的添加对其生长和生物被膜的影响 | 第57-59页 |
| 4.6 讨论 | 第59-61页 |
| 第五章 总结、展望和创新点 | 第61-63页 |
| 5.1 总结 | 第61页 |
| 5.2 创新点 | 第61页 |
| 5.3 展望 | 第61-63页 |
| 参考文献 | 第63-74页 |
| 致谢 | 第74-75页 |
| 附录Ⅰ 英文缩略词对照表 | 第75-76页 |
| 附录Ⅱ 攻读硕士学位期间主要研究成果 | 第76-78页 |
