| 摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-6页 |
| 第一章 前言 | 第10-17页 |
| 1.1 海产品腐败 | 第10-11页 |
| 1.1.1 不同海产品的主要腐败微生物 | 第10页 |
| 1.1.2 海产品主要腐败代谢产物 | 第10-11页 |
| 1.2 细菌群体感应系统 | 第11-15页 |
| 1.2.1 群体感应分子互作机制 | 第12-13页 |
| 1.2.2 群体感应与食品腐败 | 第13页 |
| 1.2.3 群体感应与菌膜形成 | 第13-15页 |
| 1.2.4 群体感应淬灭 | 第15页 |
| 1.3 本课题研究的目的和意义 | 第15-17页 |
| 1.3.1 研究目的 | 第15-16页 |
| 1.3.2 研究意义 | 第16-17页 |
| 第二章 特定腐败菌Shewanella baltica群体感应系统的确认 | 第17-29页 |
| 2.1 前言 | 第17页 |
| 2.2 实验材料 | 第17-18页 |
| 2.2.1 实验菌株及保藏 | 第17页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第17-18页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第18页 |
| 2.3 实验方法 | 第18-23页 |
| 2.3.1 菌株的活化及培养 | 第18-19页 |
| 2.3.2 群体感应自我诱导实验 | 第19页 |
| 2.3.3 总RNA提取和纯度测定 | 第19-20页 |
| 2.3.4 基因组DNA的去除以及cDNA的合成 | 第20页 |
| 2.3.5 qRT-PCR特异性引物合成 | 第20-21页 |
| 2.3.6 荧光定量PCR (qRT-PCR) | 第21页 |
| 2.3.7 数据处理与分析 | 第21-22页 |
| 2.3.8 S.baltica 73以及大黄鱼中AHLs和DKPs的提取 | 第22页 |
| 2.3.9 AHLs和DKPs标准溶液的配制 | 第22页 |
| 2.3.10 UPLC-MS/MS检测AHLs和DKPs | 第22-23页 |
| 2.4 结果与讨论 | 第23-27页 |
| 2.4.1 S.baltica 73自培养对数末期提取物对luxR-type基因表达的影响 | 第23-24页 |
| 2.4.2 S. baltica 73以及腐败大黄鱼中AHLs和DKPs的定性定量检测 | 第24-27页 |
| 2.5 本章小结 | 第27-29页 |
| 第三章 LuxR家族受体蛋白与AHLs和DKPs的特异性识别以及其对致腐能力和菌膜形成的调控 | 第29-56页 |
| 3.1 前言 | 第29页 |
| 3.2 实验材料 | 第29-32页 |
| 3.2.1 实验菌株及质粒 | 第29-30页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第30-31页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第31-32页 |
| 3.3 实验方法 | 第32-45页 |
| 3.3.1 菌株的活化及培养 | 第32页 |
| 3.3.2 总RNA提取和纯度测定 | 第32页 |
| 3.3.3 基因组DNA的去除以及cDNA的合成 | 第32页 |
| 3.3.4 特异性引物合成 | 第32-34页 |
| 3.3.5 细菌基因组DNA的提取 | 第34-35页 |
| 3.3.6 高保真PCR扩增 | 第35-36页 |
| 3.3.7 目的蛋白表达与分离纯化 | 第36-41页 |
| 3.3.8 LuxR家族蛋白与AHLs和DKPs的体外结合实验 | 第41-42页 |
| 3.3.9 UPLC-MS/MS检测LuxR家族蛋白结合的AHLs和DKPs | 第42页 |
| 3.3.10 luxR家族基因以及菌膜相关基因bfp缺失株构建 | 第42-43页 |
| 3.3.11 三甲胺(TMA)测定 | 第43-44页 |
| 3.3.12 生物胺(腐胺)测定 | 第44页 |
| 3.3.13 菌膜测定 | 第44-45页 |
| 3.4 结果与讨论 | 第45-54页 |
| 3.4.1 LuxR家族蛋白表达与分离纯化 | 第45-47页 |
| 3.4.2 LuxR家族蛋白与AHLs和DKPs的特异性识别 | 第47-49页 |
| 3.4.3 luxR家族基因以及菌膜相关基因bfp缺失株构建 | 第49-51页 |
| 3.4.4 S. baltica 73各基因缺失株与野生株腐败能力比较 | 第51-52页 |
| 3.4.5 S.baltica 73各基因缺失株与野生株菌膜形成能力比较 | 第52-54页 |
| 3.5 本章小结 | 第54-56页 |
| 第四章 S. baltica 73中DKP-LuxR型QS系统调控其致腐能力及菌膜形成的通路挖掘 | 第56-67页 |
| 4.1 前言 | 第56页 |
| 4.2 实验材料 | 第56-57页 |
| 4.2.1 实验菌株及保藏 | 第56页 |
| 4.2.2 实验试剂 | 第56-57页 |
| 4.2.3 实验仪器 | 第57页 |
| 4.3 实验方法 | 第57-60页 |
| 4.3.1 菌株的活化及培养 | 第57-58页 |
| 4.3.2 总RNA提取和纯度测定 | 第58页 |
| 4.3.3 原核链特异性转录组分析 | 第58-59页 |
| 4.3.4 荧光定量PCR特异性引物合成 | 第59页 |
| 4.3.5 荧光定量PCR(qRT-PCR) | 第59页 |
| 4.3.6 数据处理与分析 | 第59-60页 |
| 4.3.7 外源添加cyclo- (L-Pro-L-Phe)后三甲胺、腐胺及菌膜测定 | 第60页 |
| 4.4 结果与讨论 | 第60-66页 |
| 4.4.1 原核链特异性转录组分析 | 第60-62页 |
| 4.4.2 荧光定量PCR验证 | 第62-64页 |
| 4.4.3 外源cyclo-(L-Pro-L-Phe)对S.baltica 73野生株与缺失株SB7301和SB7302腐败能力的影响 | 第64-65页 |
| 4.4.4 外源cyclo-(L-Pro-L-Phe)对S.baltica 73野生株与缺失株SB7301和SB7302菌膜形成的影响 | 第65-66页 |
| 4.5 本章小结 | 第66-67页 |
| 第五章 结论、创新点及展望 | 第67-69页 |
| 5.1 结论 | 第67-68页 |
| 5.2 创新点 | 第68页 |
| 5.3 展望 | 第68-69页 |
| 参考文献 | 第69-75页 |
| 致谢 | 第75-76页 |
