摘要 | 第1-6页 |
ABSTRACT | 第6-12页 |
1 前言 | 第12-24页 |
·鱼类腐败及腐败微生物 | 第13-15页 |
·鱼类腐败 | 第13页 |
·鱼类腐败微生物和特定腐败菌 | 第13-15页 |
·微生物特性和代谢与水产品腐败 | 第15-20页 |
·微生物特性与水产品腐败 | 第15-17页 |
·微生物代谢与水产品腐败 | 第17-20页 |
·本课题研究目的、内容和意义 | 第20-24页 |
·研究的目的及意义 | 第20-21页 |
·研究的技术路线 | 第21-24页 |
2 特定腐败菌Shewanella baltica菌株的致腐能力差异与信号分子相关性研究 | 第24-42页 |
·前言 | 第24-25页 |
·实验材料 | 第25-26页 |
·实验菌株 | 第25页 |
·实验试剂 | 第25页 |
·实验仪器 | 第25-26页 |
·实验方法 | 第26-28页 |
·DKPs诱导最强和最弱希瓦氏菌株S.baltica OS185和S.baltica OS223生长曲线的变化 | 第26页 |
·特定腐败菌希瓦氏菌生物被膜的培养 | 第26-27页 |
·信号分子DKPs对生物被膜的影响 | 第27页 |
·信号分子DKPs处理后最高与最低腐败能力菌株S.baltica OS185和S.baltica OS223生物被膜定量测定 | 第27-28页 |
·光学显微镜下观察信号分子DKPs诱导希瓦氏菌株生物被膜形成情况 | 第28页 |
·数据处理与统计 | 第28页 |
·结果与分析 | 第28-38页 |
·DKPs诱导最强和最弱希瓦氏菌株S.baltica OS185和S.baltica OS223生长曲线的绘制 | 第28-29页 |
·不同信号分子DKPs诱导特定腐败菌生物被膜形成差异 | 第29-34页 |
·信号分子DKPs添加前后生物被膜形成的动态变化过程 | 第34-35页 |
·光学显微镜下观察信号分子DKPs诱导生物被膜形成情况变化 | 第35-38页 |
·讨论 | 第38-39页 |
·本章小结 | 第39-42页 |
3 致腐能力不同的希瓦氏菌株全基因及腐败表型分析 | 第42-70页 |
·前言 | 第42页 |
·实验材料 | 第42-44页 |
·实验菌株 | 第42-43页 |
·实验试剂 | 第43页 |
·实验仪器 | 第43-44页 |
·实验方法 | 第44-48页 |
·菌株的活化及培养 | 第44页 |
·细菌菌悬液的制备 | 第44页 |
·制备无菌鱼汁 | 第44-45页 |
·接种于贮藏实验 | 第45页 |
·菌落总数测定 | 第45页 |
·感官测定 | 第45页 |
·三甲胺(TMA) | 第45-46页 |
·挥发性盐基氮(TVB-N)的测定 | 第46页 |
·生物胺测定 | 第46-47页 |
·细菌基因组DNA的提取及纯度检测 | 第47-48页 |
·全基因测序 | 第48页 |
·数据处理与分析 | 第48页 |
·结果与分析 | 第48-68页 |
·接种希瓦氏菌株的无菌鱼汁腐败指标测定结果 | 第48-57页 |
·全基因测序结果分析 | 第57-68页 |
·讨论 | 第68页 |
·本章小结 | 第68-70页 |
4 信号分子DKPs对致腐能力不同的Shewanella baltica腐败基因表达变化的影响 | 第70-88页 |
·前言 | 第70-71页 |
·实验材料 | 第71-72页 |
·实验菌株 | 第71页 |
·实验试剂 | 第71页 |
·实验仪器 | 第71-72页 |
·实验方法 | 第72-76页 |
·菌株的活化及培养 | 第72页 |
·DKPs的配制及添加 | 第72页 |
·总RNA的提取和纯度测定 | 第72-74页 |
·引物合成 | 第74页 |
·聚合酶链式反应(PCR) | 第74-75页 |
·实时荧光定量PCR | 第75页 |
·数据处理与统计 | 第75-76页 |
·结果与分析 | 第76-83页 |
·目的基因聚合酶链式反(PCR)扩增条件摸索 | 第76-77页 |
·荧光定量PCR特异性检测 | 第77-78页 |
·信号分子DKPs对希瓦氏菌株腐败基因表达的影响 | 第78-83页 |
·讨论 | 第83-85页 |
·本章小结 | 第85-88页 |
5 总结论、创新点及展望 | 第88-90页 |
·总结论 | 第88-89页 |
·创新点 | 第89页 |
·研究展望 | 第89-90页 |
参考文献 | 第90-98页 |
硕士期间完成的论文 | 第98-100页 |
致谢 | 第100-102页 |