摘要 | 第3-5页 |
Abstract | 第5-6页 |
符号缩写 | 第9-10页 |
1 绪论 | 第10-19页 |
1.1 透明质酸(HA)的研究概况 | 第10-12页 |
1.1.1 HA的结构 | 第10页 |
1.1.2 HA的性质 | 第10页 |
1.1.3 HA的生物功能 | 第10-11页 |
1.1.4 HA的应用 | 第11-12页 |
1.2 o-HAs的制备方法 | 第12-13页 |
1.2.1 o-HAs的酶法制备 | 第12-13页 |
1.2.2 o-HAs的非酶法制备 | 第13页 |
1.3 o-HAs的分离纯化方法 | 第13-15页 |
1.3.1 低压体积排阻色谱法(SEC) | 第14页 |
1.3.2 低压离子交换法(AEC) | 第14页 |
1.3.3 高效液相法(HPLC) | 第14-15页 |
1.4 o-HAs的分析检测方法 | 第15-16页 |
1.4.1 毛细管电泳法(CE) | 第15页 |
1.4.2 聚丙烯酰胺凝胶电泳法(PAGE) | 第15-16页 |
1.4.3 质谱法(MS) | 第16页 |
1.4.4 其它 | 第16页 |
1.5 o-HAs的生物功能研究进展 | 第16-17页 |
1.5.1 促血管生成和创伤修复 | 第16页 |
1.5.2 o-HAs与肿瘤生物学 | 第16-17页 |
1.5.3 其它 | 第17页 |
1.6 立题意义和研究内容 | 第17-19页 |
1.6.1 立题意义 | 第17-18页 |
1.6.2 研究内容 | 第18-19页 |
2 材料与方法 | 第19-27页 |
2.1 实验材料与仪器设备 | 第19-20页 |
2.1.1 实验材料与试剂 | 第19页 |
2.1.2 实验仪器与设备 | 第19-20页 |
2.2 实验方法 | 第20-26页 |
2.2.1 温度和pH对LHase的酶活影响的测定 | 第20页 |
2.2.2 o-HAs的制备工艺的优化 | 第20页 |
2.2.3 o-HAs的检测方法的优化 | 第20-21页 |
2.2.4 ESI-MS条件 | 第21-22页 |
2.2.5 HA4和HA6分离条件的优化 | 第22-23页 |
2.2.6 HA4和HA6对C57小鼠脾细胞增殖 | 第23-24页 |
2.2.7 Matrigel的种植 | 第24页 |
2.2.8 Masson染色观察 | 第24-25页 |
2.2.9 ADR对MCF-7 和MCF-7/ADM细胞半数抑制浓度及耐药倍数的测定 | 第25页 |
2.2.10 HA4和HA6对MCF-7 和MCF-7/ADM细胞生长影响的测定 | 第25页 |
2.2.11 HA4和HA6对细胞耐药性影响的测定 | 第25-26页 |
2.3 数据处理与统计分析 | 第26-27页 |
3 结果与讨论 | 第27-45页 |
3.1 o-HAs分析检测方法的优化 | 第27-30页 |
3.1.1 流动相浓度对HA4和HA6分离效果的影响 | 第27-28页 |
3.1.2 流动相种类对HA4和HA6分离效果的影响 | 第28页 |
3.1.3 流动相流速对HA4和HA6分离效果的影响 | 第28-29页 |
3.1.4 检测方法的稳定性和准确度研究 | 第29-30页 |
3.2 LHase的酶解特征 | 第30-34页 |
3.2.1 LHase的稳定性研究 | 第30-31页 |
3.2.2 LHase酶解过程和产物特征分析 | 第31-34页 |
3.3 HA4和HA6的分离纯化 | 第34-39页 |
3.3.1 离子交换剂对寡糖的静态吸附-解析效果的影响 | 第35页 |
3.3.2 平衡pH和解析浓度对离子交换剂的吸附-解析寡糖的影响 | 第35-36页 |
3.3.3 洗脱体积对Q FF解析寡糖效果的影响 | 第36-37页 |
3.3.4 流速对Q FF解析寡糖效果的影响 | 第37页 |
3.3.5 HA4和HA6的纯化 | 第37-39页 |
3.4 HA4和HA6的生物活性研究 | 第39-45页 |
3.4.1 HA4和HA6的免疫活性 | 第39-40页 |
3.4.2 HA4和HA6促血管生成作用 | 第40-42页 |
3.4.3 HA4和HA6抑制MCF-7/ADM耐药性的研究 | 第42-45页 |
主要结论与展望 | 第45-47页 |
致谢 | 第47-48页 |
参考文献 | 第48-54页 |
附录:作者在攻读硕士学位期间发表的论文 | 第54-55页 |
附录:附加材料 | 第55页 |