| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 第一章 综述 | 第13-23页 |
| 1.1 群体感应概述 | 第13-16页 |
| 1.1.1 群体感应信号分子 | 第13-14页 |
| 1.1.2 群体感应系统 | 第14-16页 |
| 1.1.2.1 革兰氏阴性细菌luxI/R型群体感应系统 | 第14-15页 |
| 1.1.2.2 革兰氏阳性菌的群体感应系统 | 第15页 |
| 1.1.2.3 luxS/AI-2型感应系统 | 第15-16页 |
| 1.1.2.4 AI-3/肾上腺素/去甲肾上腺素信息系统 | 第16页 |
| 1.2 生物膜概述 | 第16-18页 |
| 1.2.1 生物膜定义及特点 | 第17页 |
| 1.2.2 生物膜的形成过程 | 第17页 |
| 1.2.3 群体感应与生物膜的形成 | 第17-18页 |
| 1.2.4 生物膜对食品腐败的影响 | 第18页 |
| 1.3 群体感应抑制剂的筛选 | 第18-22页 |
| 1.3.1 群体感应抑制剂的筛选方法 | 第19-20页 |
| 1.3.2 来源于天然产物的QSI | 第20-22页 |
| 1.3.2.1 来源于果蔬的QSI | 第20页 |
| 1.3.2.2 来源于中草药的QSI | 第20-21页 |
| 1.3.2.3 人工合成的QSI | 第21页 |
| 1.3.2.4 酶类QSI | 第21页 |
| 1.3.2.5 其他种类QSI | 第21-22页 |
| 1.4 研究目的及意义 | 第22-23页 |
| 第二章 优势腐败菌鉴定及群体感应与生物膜形成特性的研究 | 第23-41页 |
| 2.1 实验材料 | 第23-26页 |
| 2.1.1 菌种 | 第23页 |
| 2.1.2 主要培养基 | 第23页 |
| 2.1.3 主要试剂 | 第23-25页 |
| 2.1.4 实验仪器 | 第25-26页 |
| 2.2 实验方法 | 第26-32页 |
| 2.2.1 菌种的复苏培养及溶液的配制 | 第26页 |
| 2.2.2 菌株总DNA的提取 | 第26-27页 |
| 2.2.3 细菌16s rDNA片段的扩增 | 第27页 |
| 2.2.4 细菌16S rDNA片段测序及系统发育树分析 | 第27-28页 |
| 2.2.5 生物膜测定方法 | 第28页 |
| 2.2.6 海参优势腐败菌生物膜形成能力的测定 | 第28页 |
| 2.2.7 H4菌生长过程中生物膜形成能力的测定 | 第28页 |
| 2.2.8 群体感应突变菌株构建验证试验 | 第28-32页 |
| 2.2.8.1 常规PCR验证菌株H4中luxR/I基因敲除情况 | 第28-30页 |
| 2.2.8.2 实时荧光定量PCR检测菌株H4中luxR/I基因的表达情况 | 第30-32页 |
| 2.2.9 菌株H4野生型菌株及三种突变菌株生物膜形成能力的比较 | 第32页 |
| 2.2.10 外源信号分子对H4菌生物膜形成的影响 | 第32页 |
| 2.3 结果与讨论 | 第32-41页 |
| 2.3.1 菌株H4的16S rDNA鉴定结果及系统发育分析 | 第32-33页 |
| 2.3.2 海参优势腐败菌生物膜形成能力 | 第33-34页 |
| 2.3.3 菌株H4生长过程中生物膜形成特性 | 第34页 |
| 2.3.4 突变菌株构建验证试验结果 | 第34-37页 |
| 2.3.4.1 DNA提取结果 | 第34-35页 |
| 2.3.4.2 普通PCR检测结果 | 第35-36页 |
| 2.3.4.3 实时荧光定量PCR检测菌株H4中luxR/I基因表达结果 | 第36-37页 |
| 2.3.5 菌株H4野生型及三种突变菌株生物膜形成能力的测定结果 | 第37-38页 |
| 2.3.6 外源AHLs对菌株H4生物膜形成的影响 | 第38-41页 |
| 2.3.6.1 C4-HSL对菌株H4生物膜形成能力的影响 | 第38页 |
| 2.3.6.2 C6-HSL对菌株H4生物膜形成能力的影响 | 第38-39页 |
| 2.3.6.3 3-oxo-C8-HSL对菌株H4生物膜形成能力的影响 | 第39-41页 |
| 第三章 群体感应抑制剂的筛选 | 第41-51页 |
| 3.1 实验材料 | 第41页 |
| 3.1.1 菌种 | 第41页 |
| 3.1.2 主要试剂及溶液 | 第41页 |
| 3.1.3 主要仪器与设备 | 第41页 |
| 3.2 实验方法 | 第41-42页 |
| 3.2.1 样品处理 | 第41-42页 |
| 3.2.2 报告菌株平板法定性检测QSIs及抑菌试验 | 第42页 |
| 3.2.3 紫色杆菌素提取法定量检测QSIs及抑菌试验 | 第42页 |
| 3.3 结果与讨论 | 第42-51页 |
| 3.3.1 报告菌平板法定性检测QSIs结果 | 第43-46页 |
| 3.3.2 QSIs对紫色杆菌素抑制及抑菌活性的定量分析结果 | 第46-51页 |
| 3.3.2.1 白藜芦醇对紫色杆菌素抑制及抑菌活性的定量分析结果 | 第47页 |
| 3.3.2.2 二氢香豆素对紫色杆菌素抑制及抑菌活性的定量分析结果 | 第47-48页 |
| 3.3.2.3 异硫氰酸苄酯对紫色杆菌素抑制及抑菌活性的定量分析结果 | 第48-49页 |
| 3.3.2.4 3-(甲硫基)丙基异硫氰酸酯对紫色杆菌素抑制及抑菌活性的定量分析结果 | 第49-51页 |
| 第四章 群体感应抑制剂对蜂房哈夫尼菌生物膜形成的影响 | 第51-63页 |
| 4.1 实验材料 | 第51页 |
| 4.1.1 菌种 | 第51页 |
| 4.1.2 实验试剂 | 第51页 |
| 4.2 实验方法 | 第51-53页 |
| 4.2.1 最低抑菌浓度的测定 | 第51-52页 |
| 4.2.2 QSIs对蜂房哈夫尼菌生物膜成膜性的抑制作用 | 第52页 |
| 4.2.3 QSIs对蜂房哈夫尼菌游动能力的作用 | 第52页 |
| 4.2.4 扫描电镜观察蜂房哈夫尼菌生物膜成膜性 | 第52-53页 |
| 4.2.4.1 菌液的制备 | 第52页 |
| 4.2.4.2 扫描电镜样品制备 | 第52-53页 |
| 4.3 结果与讨论 | 第53-63页 |
| 4.3.1 最低抑菌浓度测定结果 | 第53-56页 |
| 4.3.1.1 白藜芦醇对蜂房哈夫尼菌最低抑菌浓度测定结果 | 第53-54页 |
| 4.3.1.2 二氢香豆素对蜂房哈夫尼菌最低抑菌浓度测定结果 | 第54页 |
| 4.3.1.3 异硫氰酸苄酯对蜂房哈夫尼菌最低抑菌浓度测定结果 | 第54-55页 |
| 4.3.1.4 3-(甲硫基)丙基异硫氰酸酯对蜂房哈夫尼菌最低抑菌浓度测定结果 | 第55-56页 |
| 4.3.2 QSIs对蜂房哈夫尼菌生物膜形成的抑制作用结果 | 第56-59页 |
| 4.3.2.1 白藜芦醇对蜂房哈夫尼菌生物膜形成的影响结果 | 第56页 |
| 4.3.2.2 二氢香豆素对蜂房哈夫尼菌生物膜形成的影响结果 | 第56-57页 |
| 4.3.2.3 异硫氰酸苄酯对蜂房哈夫尼菌生物膜形成的影响结果 | 第57-58页 |
| 4.3.2.4 3-(甲硫基)丙基异硫氰酸酯对蜂房哈夫尼菌生物膜形成的影响结果 | 第58-59页 |
| 4.3.3 QSIs对蜂房哈夫尼菌游动能力的抑制作用结果 | 第59-62页 |
| 4.3.3.1 白藜芦醇对蜂房哈夫尼菌游动能力的抑制作用结果 | 第59-60页 |
| 4.3.3.2 二氢香豆素对蜂房哈夫尼菌游动能力的抑制作用结果 | 第60页 |
| 4.3.3.3 异硫氰酸苄酯对蜂房哈夫尼菌游动能力的抑制作用结果 | 第60-61页 |
| 4.3.3.4 3-(甲硫基)丙基异硫氰酸酯对蜂房哈夫尼菌游动能力抑制作用结果 | 第61-62页 |
| 4.3.4 扫描电镜观察结果 | 第62-63页 |
| 第五章 结论 | 第63-64页 |
| 参考文献 | 第64-69页 |
| 致谢 | 第69-70页 |
| 附录 | 第70页 |
