| 摘要 | 第9-12页 |
| ABSTRACT | 第12-14页 |
| 缩写中英文对照 | 第15-16页 |
| 第一篇 文献综述 | 第16-36页 |
| 第一章 PCV2与Ⅰ型干扰素 | 第16-36页 |
| 1 PCV2病原学研究 | 第16-20页 |
| 1.1 猪圆环病毒的发现 | 第16页 |
| 1.2 PCV2生物学特点 | 第16-17页 |
| 1.3 PCV2基因结构与表达蛋白 | 第17-18页 |
| 1.4 PCV2与宿主相互作用 | 第18-20页 |
| 2 PCV2对单核/巨噬细胞功能的影响 | 第20-22页 |
| 2.1 PCV2与单核/巨噬细胞 | 第20页 |
| 2.2 PCV2对单核/巨噬细胞功能的影响 | 第20-22页 |
| 3 肺泡巨噬细胞与Ⅰ型干扰素 | 第22-29页 |
| 3.1 肺泡巨噬细胞和组织内稳态 | 第22页 |
| 3.2 AMs和IFN-I | 第22页 |
| 3.3 AMs产生IFN-I | 第22-24页 |
| 3.4 Ⅰ型IFN的免疫调节特性 | 第24页 |
| 3.5 Ⅰ型干扰素产生的信号途径 | 第24-29页 |
| 4 磷酸化蛋白质组学 | 第29-32页 |
| 4.1 磷酸化蛋白组学样品制备 | 第30页 |
| 4.2 磷酸化蛋白质组学富集分离技术 | 第30-31页 |
| 4.3 磷酸肽的识别及磷酸化位点的鉴定技术 | 第31页 |
| 4.4 PCV2相关的蛋白质组研究 | 第31-32页 |
| 5 慢病毒载体介导的SIRNA | 第32-34页 |
| 6 研究目的与意义 | 第34-36页 |
| 第二篇 试验研究 | 第36-130页 |
| 第二章 TMT定量分析PCV2感染仔猪肺泡巨噬细胞差异磷酸化蛋白的表达 | 第36-68页 |
| 1 材料与方法 | 第37-43页 |
| 1.1 主要试剂与仪器 | 第37页 |
| 1.2 猪肺泡巨噬细胞(PAMs)分离培养 | 第37-38页 |
| 1.3 病毒感染 | 第38页 |
| 1.4 PAMs感染PCV2情况的检测 | 第38页 |
| 1.5 蛋白组分析策略 | 第38-40页 |
| 1.6 LC-MS/MS分析 | 第40-41页 |
| 1.7 搜库 | 第41页 |
| 1.8 质谱数据的校验 | 第41-42页 |
| 1.9 生物信息学分析 | 第42-43页 |
| 2 结果 | 第43-64页 |
| 2.1 IFA法验证PCV2感染PAMs | 第43-44页 |
| 2.2 定量分析PCV2感染PAMs的磷酸化蛋白质组学 | 第44-58页 |
| 2.3 基序分析 | 第58-61页 |
| 2.4 差异蛋白的亚细胞定位分析 | 第61页 |
| 2.5 差异表达的磷酸化蛋白分类 | 第61-62页 |
| 2.6 功能富集差异表达的磷酸化蛋白 | 第62-64页 |
| 3 讨论 | 第64-68页 |
| 第三章 NF-κB在PCV2诱导PAMS产生Ⅰ型干扰素信号途径中的作用 | 第68-86页 |
| 1 材料与方法 | 第70-76页 |
| 1.1 病毒 | 第70页 |
| 1.2 实验动物 | 第70页 |
| 1.3 主要仪器和试剂 | 第70-72页 |
| 1.4 PAMs的制备 | 第72-73页 |
| 1.5 ELISA检测细胞培养上清液中IFN-α和IFN-β含量 | 第73页 |
| 1.6 间接免疫荧光双染法检测PCV2感染PAMs | 第73-74页 |
| 1.7 Western blot方法检测细胞核中NF-κB/p65、细胞浆中NF-κB/p65及p-IκB蛋白含量 | 第74-76页 |
| 1.8 统计学处理 | 第76页 |
| 2 结果与分析 | 第76-82页 |
| 2.1 PAMs成活率 | 第76页 |
| 2.2 激光共聚焦观察PCV2感染PAMs | 第76-77页 |
| 2.3 PCV2对PAMs培养上清液中IFN-α含量的影响 | 第77-78页 |
| 2.4 PCV2对PAMs培养上清液中IFN-β含量的影响 | 第78-80页 |
| 2.5 PCV2对PAMs胞核中NF-κB/p65的影响 | 第80页 |
| 2.6 PCV2对PAMs胞浆中NF-κB/p65的影响 | 第80-81页 |
| 2.7 PCV2对体外培养PAMs胞浆中p-IκBα蛋白含量的影响 | 第81-82页 |
| 3 讨论 | 第82-86页 |
| 第四章 PCV2通过MyD88-IRFS信号途径诱导PAMSⅠ型干扰素的表达 | 第86-106页 |
| 1 材料与方法 | 第88-92页 |
| 1.1 病毒 | 第88页 |
| 1.2 实验动物 | 第88页 |
| 1.3 主要仪器和试剂 | 第88页 |
| 1.4 PAMs的制备 | 第88-89页 |
| 1.5 小干扰RNA方法沉默MyD88基因 | 第89页 |
| 1.6 试验设计 | 第89页 |
| 1.7 荧光定量RT-PCR检测基因mRNA的水平 | 第89-91页 |
| 1.8 统计学处理 | 第91-92页 |
| 2 结果与分析 | 第92-103页 |
| 2.1 总RNA提取结果 | 第92页 |
| 2.2 RT-PCR标准曲线建立 | 第92-100页 |
| 2.3 荧光定量RT-PCR检测MyD88 mRNA相对表达 | 第100页 |
| 2.4 荧光定量RT-PCR检测IFN-α和IFN-β mRNA水平 | 第100-101页 |
| 2.5 荧光定量RT-PCR检测IRF3和IRF7 mRNA水平 | 第101-102页 |
| 2.6 荧光定量RT-PCR检测IKKα mRNA水平 | 第102页 |
| 2.7 IFN-α/β和MyD88-IRFs信号分子基因表达水平的相关性分析 | 第102-103页 |
| 3 讨论 | 第103-106页 |
| 第五章 PCV2通过DAI和RIG-1影响PK15细胞产生IFN-I作用的初步研究 | 第106-130页 |
| 1 材料与方法 | 第108-119页 |
| 1.1 材料 | 第108-109页 |
| 1.2 方法 | 第109-119页 |
| 2 结果 | 第119-125页 |
| 2.1 重组慢病毒干扰质粒构建 | 第119页 |
| 2.2 嘌呤霉素药物浓度的筛选结果 | 第119-120页 |
| 2.3 重组慢病毒感染PK15细胞及单克隆筛选 | 第120-121页 |
| 2.4 Real time PCR检测shRNA对PK15细胞系RIG-1和DAI的干扰效率 | 第121-122页 |
| 2.5 Western Blotting检测shRNA对PK15细胞系RIG-1和DAI的抑制效果 | 第122页 |
| 2.6 PCV2对PK15-shRIG-1和PK15-shDAI细胞系中IRF-3和IFN-β基因转录水平的影响 | 第122-123页 |
| 2.7 间接免疫荧光检测PK15-shRIG-1和PK15-shDAI细胞中PCV2的阳性情况 | 第123-124页 |
| 2.8 荧光定量PCR检测病毒在PK15-shRIG-1和PK15-shDAI细胞中复制情况 | 第124-125页 |
| 3 讨论 | 第125-130页 |
| 参考文献 | 第130-152页 |
| 全文总结 | 第152-154页 |
| 本文创新点 | 第154-156页 |
| 致谢 | 第156-158页 |
| 博士期间发表和完成的论文 | 第158页 |
