| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 第1章 引言 | 第11-17页 |
| 1.1 研究背景，目的和意义 | 第11-15页 |
| 1.2 研究目的和意义 | 第15-16页 |
| 1.3 技术路线 | 第16页 |
| 1.4 论文结构安排 | 第16-17页 |
| 第2章 玻璃体腔注射C2 建立SD大鼠视网膜损伤模型及EPO的保护作用 | 第17-27页 |
| 2.1 概述 | 第17-18页 |
| 2.2 材料 | 第18-20页 |
| 2.2.1 主要试剂及来源 | 第18-19页 |
| 2.2.2 主要仪器、设备及来源 | 第19-20页 |
| 2.3 实验方法 | 第20-21页 |
| 2.3.1 实验动物 | 第20页 |
| 2.3.2 通过眼内注射建立实验性C2 诱导大鼠视网膜损伤模型 | 第20页 |
| 2.3.3 眼底照相 | 第20-21页 |
| 2.3.4 视觉电生理（ERG）检测 | 第21页 |
| 2.3.5 统计学分析 | 第21页 |
| 2.4 实验结果 | 第21-25页 |
| 2.4.1. SD大鼠眼内注射C2 后眼底观察及EPO的保护作用 | 第21-23页 |
| 2.4.2 不同强度光照刺激对C2 处理的SD大鼠的ERG的影响 | 第23页 |
| 2.4.3 EPO提高C2 诱导的SD大鼠b波波幅 | 第23-24页 |
| 2.4.4 EPO对C2 诱导的SD大鼠a波波幅影响 | 第24-25页 |
| 2.5 讨论 | 第25-26页 |
| 2.6 小结 | 第26-27页 |
| 第3章 EPO对C2 诱导的视网膜损伤的保护作用机理研究 | 第27-41页 |
| 3.1 概述 | 第27-28页 |
| 3.2 材料 | 第28页 |
| 3.2.1 主要试剂及来源 | 第28页 |
| 3.2.2 主要仪器和设备 | 第28页 |
| 3.3 实验方法 | 第28-32页 |
| 3.3.1 实验动物 | 第28页 |
| 3.3.2 眼内注射 | 第28页 |
| 3.3.3 视觉电生理（ERG）检测 | 第28页 |
| 3.3.4 视网膜冰冻切片制备 | 第28页 |
| 3.3.5 视网膜细胞凋亡检测（TUNEL） | 第28-29页 |
| 3.3.6 免疫荧光染色 | 第29页 |
| 3.3.7 R28 细胞的培养 | 第29页 |
| 3.3.8 R28 细胞活力测定（MTT） | 第29-30页 |
| 3.3.9 人视网膜微血管内皮细胞（HRMECs）的培养 | 第30页 |
| 3.3.10 测跨内皮电阻（TEER） | 第30页 |
| 3.3.11 RNA的提取和PCR | 第30-32页 |
| 3.3.12 统计学分析 | 第32页 |
| 3.4 实验结果 | 第32-38页 |
| 3.4.1 EPO保护视网膜神经节细胞免于C2 诱导的细胞凋亡 | 第32-34页 |
| 3.4.2 EPO抑制C2 诱导的星形胶质细胞和Müller细胞的活化 | 第34-35页 |
| 3.4.3 C2 降低R28 细胞的活力 | 第35-36页 |
| 3.4.4 EPO处理显著增加细胞间紧密连接的完整性，并且抑制C2 处理R28 细胞后引起的导致BRB破坏的相关分子的表达 | 第36-38页 |
| 3.5 讨论 | 第38-40页 |
| 3.6 小结 | 第40-41页 |
| 第4章结论和展望 | 第41-42页 |
| 4.1 结论 | 第41页 |
| 4.2 进一步工作方向 | 第41-42页 |
| 参考文献 | 第42-51页 |
| 综述:EPO在糖尿病视网膜病变中的神经保护作用 | 第51-62页 |
| 参考文献 | 第55-62页 |
| 中英文对照缩略词表 | 第62-64页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文 | 第64-65页 |
| 致谢 | 第65-66页 |
