| 中文摘要 | 第12-14页 |
| ABSTRACT | 第14-15页 |
| 第一章 文献综述 | 第17-28页 |
| 1.1 植物体内硫化氢的产生及生理功能 | 第17页 |
| 1.2 大白菜遗传转化研究概况 | 第17-18页 |
| 1.3 影响大白菜遗传转化的因素 | 第18-21页 |
| 1.3.1 基因型 | 第18-19页 |
| 1.3.2 苗龄及外植体类型 | 第19页 |
| 1.3.3 接种方式 | 第19页 |
| 1.3.4 预培养和共培养 | 第19-20页 |
| 1.3.5 菌液浓度及菌液侵染时间 | 第20页 |
| 1.3.6 抗生素筛选剂 | 第20-21页 |
| 1.4 白菜类蔬菜转基因现状 | 第21-24页 |
| 1.4.1 非生物胁迫相关基因 | 第21-22页 |
| 1.4.2 生物胁迫相关基因 | 第22-23页 |
| 1.4.3 其它基因的转化 | 第23-24页 |
| 1.5 大白菜品种改良遗传转化方法 | 第24-25页 |
| 1.6 CRISPR/Cas9基因编辑技术的研究进展 | 第25-26页 |
| 1.6.1 CRISPR/Cas9编辑技术概述 | 第25页 |
| 1.6.2 CRISPR/Cas9编辑技术在植物中的应用 | 第25-26页 |
| 1.6.3 CRISPR/Cas9基因编辑检测方法 | 第26页 |
| 1.7 本课题研究的目的、内容和意义 | 第26-28页 |
| 第二章 半胱氨酸脱巯基酶编码基因转化载体的构建 | 第28-42页 |
| 2.1 试验材料 | 第28-30页 |
| 2.1.1 质粒和菌株 | 第28页 |
| 2.1.2 酶和试剂 | 第28页 |
| 2.1.3 主要仪器 | 第28-30页 |
| 2.1.4 培养基与溶液 | 第30页 |
| 2.2 试验方法 | 第30-37页 |
| 2.2.1 过表达载体XF246DES1的构建及鉴定 | 第30-32页 |
| 2.2.2 过表达载体pCAM2300-LCD的构建及鉴定 | 第32-34页 |
| 2.2.3 敲除突变载体pYAO-LCD载体的构建及鉴定 | 第34-37页 |
| 2.3 结果与分析 | 第37-42页 |
| 2.3.1 XF246DES1过表达载体的构建和转化 | 第37-38页 |
| 2.3.2 pCAM2300-LCD过表达载体的构建和转化 | 第38-39页 |
| 2.3.3 pYAO-LCD敲除突变载体的构建和转化 | 第39-42页 |
| 第三章 大白菜遗传转化体系的优化 | 第42-48页 |
| 3.1 试验材料 | 第42页 |
| 3.1.1 植物材料 | 第42页 |
| 3.1.2 主要试剂 | 第42页 |
| 3.1.3 培养基 | 第42页 |
| 3.2 试验方法 | 第42-43页 |
| 3.2.1 遗传转化基本过程 | 第42-43页 |
| 3.2.2 转化体系有关因素的优化 | 第43页 |
| 3.3 结果与分析 | 第43-46页 |
| 3.3.1 种子消毒时间的优化 | 第43-44页 |
| 3.3.2 不同浓度潮霉素对大白菜不定芽生长的影响 | 第44页 |
| 3.3.3 不同浓度的潮霉素对大白菜不定根的影响 | 第44-45页 |
| 3.3.4 侵染时间的筛选 | 第45页 |
| 3.3.5 转基因植株的获得 | 第45-46页 |
| 3.4 讨论与结论 | 第46-48页 |
| 第四章 大白菜转基因植株的检测 | 第48-56页 |
| 4.1 试验材料 | 第48页 |
| 4.1.1 植株材料 | 第48页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第48页 |
| 4.2 试验方法 | 第48-50页 |
| 4.2.1 PCR | 第48页 |
| 4.2.2 植株基因组DNA和RNA的提取及反转录 | 第48-49页 |
| 4.2.3 内源H2S含量的测定 | 第49-50页 |
| 4.2.4 数据分析 | 第50页 |
| 4.3 结果与分析 | 第50-55页 |
| 4.3.1 DES1过表达植株的检测 | 第50-51页 |
| 4.3.2 LCD过表达植株的检测 | 第51-53页 |
| 4.3.3 LCD敲除突变植株的检测 | 第53-55页 |
| 4.4 讨论与结论 | 第55-56页 |
| 结论 | 第56-57页 |
| 展望 | 第57-58页 |
| 参考文献 | 第58-68页 |
| 附录 | 第68-72页 |
| 硕士期间发表的论文 | 第72-73页 |
| 致谢 | 第73-74页 |
| 个人简况及联系方式 | 第74-75页 |
