| 摘要 | 第3-6页 |
| Abstract | 第6-9页 |
| 第1章 文献综述 | 第14-36页 |
| 1.1 鱼类应对低氧胁迫的研究进展 | 第14-21页 |
| 1.1.1 水体低氧的产生原因 | 第14页 |
| 1.1.2 水体低氧对鱼类的影响 | 第14-21页 |
| 1.鱼类低氧反应基因研究概况 | 第14-19页 |
| 2.水体低氧对鱼类生理生化的影响 | 第19页 |
| 3.水体低氧对鱼类行为的影响 | 第19页 |
| 4.鱼类低氧适应策略 | 第19-21页 |
| 1.2 瓦氏黄颡鱼的生物学特征及研究现状 | 第21-26页 |
| 1.2.1 黄颡鱼属鱼类的种类和生态概要 | 第21-23页 |
| 1.2.2 瓦氏黄颡鱼的研究现状 | 第23-26页 |
| 1.3 第二代测序技术简介 | 第26-31页 |
| 1.3.1 转录组(Transcriptome) | 第26-27页 |
| 1.3.2 小RNA(MicroRNAs) | 第27-30页 |
| 1.3.3 蛋白质组学(Proteomics) | 第30-31页 |
| 1.4 低氧对鱼类氧化应激的影响 | 第31-34页 |
| 1.5 本论文研究的目的和意义 | 第34-35页 |
| 1.6 研究内容 | 第35页 |
| 1.7 技术路线 | 第35-36页 |
| 第2章 低氧胁迫下瓦氏黄颡鱼肝脏mRNA-seq和miRNA-seq联合分析 | 第36-77页 |
| 2.1 引言 | 第36页 |
| 2.2 材料与方法 | 第36-52页 |
| 2.2.1 实验材料和低氧胁迫处理 | 第36-37页 |
| 2.2.2 RNA提取、转录组测序和miRNA组测序 | 第37-39页 |
| 2.2.3 转录组测序数据质量预处理和Trinity拼接 | 第39-40页 |
| 2.2.4 转录组Gene功能注释 | 第40-41页 |
| 2.2.5 转录组Gene表达水平分析 | 第41-42页 |
| 2.2.6 miRNA组数据分析流程 | 第42-46页 |
| 2.2.7 mRNA的Quantitative Real-time PCR(qRT-PCR) | 第46-48页 |
| 2.2.8 miRNA的qRT-PCR | 第48-52页 |
| 2.3 结果 | 第52-71页 |
| 2.3.1 转录组测序和拼接分析 | 第52-55页 |
| 2.3.2 转录组测序功能注释和分类 | 第55-59页 |
| 2.3.3 差异基因与KEGG pathway富集性分析 | 第59-60页 |
| 2.3.4 miRNA测序质控 | 第60-65页 |
| 2.3.5 差异miRNA | 第65-67页 |
| 2.3.6 转录组与miRNA组联合分析 | 第67-68页 |
| 2.3.7 qRT-PCR验证 | 第68-71页 |
| 2.4 讨论 | 第71-74页 |
| 2.4.1 代谢 | 第72页 |
| 2.4.2 细胞增殖 | 第72-73页 |
| 2.4.3 信号转导 | 第73-74页 |
| 2.5 小结 | 第74-77页 |
| 第3章 低氧胁迫和恢复对瓦氏黄颡鱼氧传感蛋白、呼吸代谢及血液指标的影响 | 第77-92页 |
| 3.1 引言 | 第77页 |
| 3.2 材料与方法 | 第77-81页 |
| 3.2.1 实验材料与低氧胁迫处理 | 第77-78页 |
| 3.2.2 组织表达与低氧胁迫和恢复的基因时序表达检测 | 第78-79页 |
| 3.2.3 酶活性检测 | 第79-80页 |
| 3.2.4 血液指标检测 | 第80页 |
| 3.2.5 蛋白质免疫印迹(Western blot) | 第80-81页 |
| 3.2.6 数据处理和分析 | 第81页 |
| 3.3 结果 | 第81-89页 |
| 3.3.1 HIF通路中氧气传感蛋白基因mRNA的组织分布 | 第81-82页 |
| 3.3.2 在低氧及恢复条件下氧传感蛋白mRNA的时间表达模式 | 第82-85页 |
| 3.3.3 低氧胁迫和恢复HIF-1α蛋白的时序表达检测 | 第85-86页 |
| 3.3.4 低氧胁迫和恢复呼吸代谢的相关酶活动的变化 | 第86-88页 |
| 3.3.5 低氧胁迫和恢复血液指标变化 | 第88-89页 |
| 3.4 讨论 | 第89-92页 |
| 第4章 低氧胁迫下瓦氏黄颡鱼肝脏差异蛋白质组学分析 | 第92-113页 |
| 4.1 引言 | 第92页 |
| 4.2 材料与方法 | 第92-98页 |
| 4.2.1 蛋白质的抽提、定量及质检 | 第92-96页 |
| 4.2.2 iTRAQ定量 | 第96页 |
| 4.2.3 蛋白质鉴定与识别 | 第96-97页 |
| 4.2.4 蛋白质定量和差异蛋白GO、KEGG Pathway富集性分析 | 第97页 |
| 4.2.5 qRT-PCR和Western blot analysis | 第97-98页 |
| 4.3 结果 | 第98-107页 |
| 4.3.1 蛋白质谱质控 | 第98-101页 |
| 4.3.2 功能注释和分类 | 第101-103页 |
| 4.3.3 iTRAQ quantification和差异蛋白KEGG pathway、GO富集性分析 | 第103-105页 |
| 4.3.4 验证 | 第105-107页 |
| 4.4 讨论 | 第107-113页 |
| 4.4.1 过氧化物酶体 | 第108-109页 |
| 4.4.2 脂类代谢 | 第109-110页 |
| 4.4.3 碳水化合物代谢 | 第110页 |
| 4.4.4 氨基酸代谢 | 第110-113页 |
| 第5章 低氧胁迫和恢复对瓦氏黄颡鱼氧化应激损伤和抗氧化系统的影响 | 第113-131页 |
| 5.1 引言 | 第113页 |
| 5.2 材料与方法 | 第113-115页 |
| 5.2.1 实验材料与低氧胁迫处理 | 第113页 |
| 5.2.2 RNA提取与全长克隆 | 第113-114页 |
| 5.2.3 基因序列的生物信息学分析 | 第114页 |
| 5.2.4 SODs组织表达与低氧胁迫和恢复的基因时序表达检测 | 第114-115页 |
| 5.3 结果 | 第115-128页 |
| 5.3.1 SODs基因cDNA全长和氨基酸序列特征 | 第115-117页 |
| 5.3.2 SODs蛋白序列的多重比较分析和系统进化树分析 | 第117-119页 |
| 5.3.3 SODs基因组织表达与低氧胁迫和恢复基因的时序表达检测 | 第119-122页 |
| 5.3.4 低氧胁迫和恢复SODs蛋白的时序表达检测 | 第122页 |
| 5.3.5 低氧胁迫和恢复氧化应激参数CP、LPO、MDA变化 | 第122-125页 |
| 5.3.6 低氧胁迫和恢复SOD、CAT、GPx相对活性的影响 | 第125-127页 |
| 5.3.7 低氧胁迫和恢复GR、GST相对活性的影响 | 第127-128页 |
| 5.4 讨论 | 第128-131页 |
| 5.4.1 瓦氏黄颡鱼的抗氧化应激机制 | 第128-129页 |
| 5.4.2 瓦氏黄颡鱼在低氧胁迫和恢复下的自我适应机制 | 第129-131页 |
| 第6章 全文总结 | 第131-133页 |
| 1.低氧胁迫下瓦氏黄颡鱼肝脏mRNA-seq和miRNA-seq联合分析(转录水平) | 第131页 |
| 2.低氧胁迫和恢复对瓦氏黄颡鱼氧传感蛋白、呼吸代谢及血液指标的影响 | 第131-132页 |
| 3.低氧胁迫下瓦氏黄颡鱼肝脏差异蛋白质组学分析(翻译水平) | 第132页 |
| 4.低氧胁迫和恢复对瓦氏黄颡鱼氧化应激损伤和抗氧化系统的影响 | 第132-133页 |
| 本研究的主要创新点及展望 | 第133-134页 |
| 创新之处 | 第133页 |
| 展望 | 第133-134页 |
| 附录 | 第134-143页 |
| 参考文献 | 第143-161页 |
| 在读期间研究成果目录 | 第161-165页 |
| 致谢 | 第165页 |
