| 摘要 | 第4-6页 |
| abstract | 第6-7页 |
| 符号说明 | 第12-13页 |
| 第一部分 LncRNA在癌症中的研究进展 | 第13-20页 |
| 1 LncRNA概述 | 第13-15页 |
| 2 LncRNA在肿瘤发生发展中的作用 | 第15-18页 |
| 2.1 在肿瘤中表达上调的lncRNA | 第16-17页 |
| 2.2 在肿瘤中表达下调的lncRNA | 第17-18页 |
| 3 SNHG在癌症中的研究进展 | 第18-19页 |
| 3.1 SNHG5在癌症中的研究进展 | 第18页 |
| 3.2 其它SNHG在癌症中的研究进展 | 第18-19页 |
| 4 展望 | 第19-20页 |
| 第二部分 SNHG5对HepG2细胞生物学特性的影响 | 第20-39页 |
| 2.1 实验材料 | 第20-21页 |
| 2.1.1 主要仪器 | 第20页 |
| 2.1.2 试剂及耗材 | 第20-21页 |
| 2.1.3 细胞材料 | 第21页 |
| 2.1.4 溶液配制 | 第21页 |
| 2.2 实验方法 | 第21-28页 |
| 2.2.1 细胞培养 | 第21-23页 |
| 2.2.1.1 细胞复苏 | 第21-22页 |
| 2.2.1.2 细胞传代 | 第22页 |
| 2.2.1.3 细胞冻存 | 第22-23页 |
| 2.2.2 总RNA提取 | 第23页 |
| 2.2.3 逆转录反应 | 第23-24页 |
| 2.2.4 实时荧光定量PCR(Real-timefluorescencequantitativePCR,qRT-PCR) | 第24-25页 |
| 2.2.5 大肠杆菌感受态转化 | 第25页 |
| 2.2.6 去内毒素提质粒(按照天根质粒大提试剂盒说明书进行) | 第25-26页 |
| 2.2.7 siSNHG5与pSNHG5转染实验 | 第26-27页 |
| 2.2.7.1 细胞计数和铺板 | 第26页 |
| 2.2.7.2 转染实验 | 第26-27页 |
| 2.2.8 细胞增殖能力检测 | 第27页 |
| 2.2.9 细胞迁移能力检测 | 第27页 |
| 2.2.10 克隆形成能力检测 | 第27-28页 |
| 2.2.11 细胞周期检测 | 第28页 |
| 2.2.12 细胞凋亡检测 | 第28页 |
| 2.3 实验结果 | 第28-37页 |
| 2.3.1 SNHG5在肝癌细胞系中的表达 | 第28-29页 |
| 2.3.2 抑制SNHG5对HepG2的生物学特性的影响 | 第29-35页 |
| 2.3.2.1 siRNA抑制SNHG5表达的抑制效果验证 | 第30页 |
| 2.3.2.2 siRNA抑制SNHG5对HepG2细胞增殖的影响 | 第30-31页 |
| 2.3.2.3 siRNA抑制SNHG5对HepG2细胞克隆形成的影响 | 第31-32页 |
| 2.3.2.4 siRNA抑制SNHG5对HepG2细胞迁移的影响 | 第32-33页 |
| 2.3.2.5 抑制SNHG5对HepG2细胞周期的影响 | 第33-34页 |
| 2.3.2.6 抑制SNHG5对HepG2细胞凋亡的影响 | 第34-35页 |
| 2.3.3 过表达SNHG5对HepG2的增殖的影响 | 第35-37页 |
| 2.3.3.1 过表达SNHG5后的过表达效果验证 | 第35-36页 |
| 2.3.3.2 过表达SNHG5对HepG2细胞的增殖的影响 | 第36-37页 |
| 2.4 讨论 | 第37-38页 |
| 2.5 结论 | 第38-39页 |
| 第三部分 SNHG5通过靶向SPATS2与PITRM1影响HepG2细胞的生物活性 | 第39-61页 |
| 3.1 实验材料 | 第39页 |
| 3.1.1 主要仪器 | 第39页 |
| 3.1.2 试剂及耗材 | 第39页 |
| 3.2 实验方法 | 第39-44页 |
| 3.2.1 抑制SNHG5或过表达SNHG5对SPATS2H和PITRM1mRNA表达影响 | 第39-40页 |
| 3.2.1.1 细胞转染 | 第40页 |
| 3.2.1.2 转染细胞总RNA提取 | 第40页 |
| 3.2.1.3 逆转录反应 | 第40页 |
| 3.2.1.4 实时荧光定量PCR | 第40页 |
| 3.2.2 SPATS2和PITRM1在HL7702和HepG2中的mRNA表达水平 | 第40页 |
| 3.2.3 Westernblot检测靶基因SPATS2,PITRM1蛋白表达水平 | 第40-42页 |
| 3.2.3.1 细胞蛋白提取 | 第40-41页 |
| 3.2.3.2 BCA蛋白定量 | 第41页 |
| 3.2.3.3 Westernblot | 第41-42页 |
| 3.2.4 双荧光素酶报告基因实验 | 第42-43页 |
| 3.2.4.1 质粒构建 | 第42页 |
| 3.2.4.2 双荧光素酶检测 | 第42-43页 |
| 3.2.5 siRNA干扰SPATS2和PITRM1对HepG2细胞生物活性的抑制作用 | 第43-44页 |
| 3.3 实验结果 | 第44-59页 |
| 3.3.1 qPCR检测抑制或过表达SNHG5后对靶基因的影响 | 第44-45页 |
| 3.3.2 SNHG5对SPATS2和PITRM1蛋白表达水平的影响 | 第45-46页 |
| 3.3.3 SPATS2和PITRM1在HL7702和HepG2中的mRNA和蛋白表达水平 | 第46-47页 |
| 3.3.4 SPATS2对HepG2生物学特性的影响 | 第47-54页 |
| 3.3.4.1 双荧光素酶报告基因实验检测SNHG5与SPATS2互补结合 | 第47-48页 |
| 3.3.4.2 qRT-PCR和westernblot验证siRNA干扰SPATS2的效果 | 第48-49页 |
| 3.3.4.3 siRNA干扰SPATS2后对HepG2增殖的影响 | 第49-50页 |
| 3.3.4.4 siRNA干扰SPATS2后对HepG2迁移的影响 | 第50-51页 |
| 3.3.4.5 siRNA干扰SPATS2后对HepG2克隆形成的影响 | 第51-52页 |
| 3.3.4.6 siRNA干扰SPATS2后对HepG2周期的影响 | 第52-53页 |
| 3.3.4.7 siRNA干扰SPATS2后对HepG2凋亡的影响 | 第53-54页 |
| 3.3.5 PITRM1对HepG2生物学特性的影响 | 第54-59页 |
| 3.3.5.1 qRT-PCR和westernblot验证siRNA干扰PITRM1的效果 | 第54-55页 |
| 3.3.5.2 siRNA干扰PITRM1后对HepG2增殖的影响 | 第55页 |
| 3.3.5.3 siRNA干扰PITRM1后对HepG2迁移的影响 | 第55-56页 |
| 3.3.5.4 siRNA干扰PITRM1后对HepG2克隆形成的影响 | 第56-57页 |
| 3.3.5.5 siRNA干扰PITRM1后对HepG2周期 | 第57-58页 |
| 3.3.5.6 siRNA干扰PITRM1后对HepG2凋亡 | 第58-59页 |
| 3.4 讨论 | 第59-60页 |
| 3.5 结论 | 第60-61页 |
| 参考文献 | 第61-67页 |
| 致谢 | 第67-68页 |
