| 摘要 | 第4-8页 |
| Abstract | 第8-10页 |
| 英文缩略语 | 第12-18页 |
| 第一部分 大鼠脾脏切除后免疫炎性功能的改变及其对骨折愈合的影响 | 第18-40页 |
| 1 前言 | 第18-19页 |
| 2 材料和方法 | 第19-27页 |
| 2.1 实验材料 | 第19-21页 |
| 2.1.1 实验动物 | 第19页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第19-20页 |
| 2.1.3 主要仪器和器材 | 第20-21页 |
| 2.2 实验方法 | 第21-27页 |
| 2.2.1 实验动物分组 | 第21页 |
| 2.2.2 动物模型建立和标本取材 | 第21-22页 |
| 2.2.3 F4/80和CD11b免疫荧光双标记法检测骨折端组织中巨噬细胞 | 第22-23页 |
| 2.2.4 HE染色 | 第23页 |
| 2.2.5 试剂盒法检测血清ALP含量 | 第23-24页 |
| 2.2.6 ELISA法检测炎性因子和成骨标志物osteocalcin的含量 | 第24页 |
| 2.2.7 总RNA提取与实时定量PCR | 第24-26页 |
| 2.2.8 Westernblot检测Col1a1、Col2a1、OPG及RANKL的含量 | 第26页 |
| 2.2.9 统计学处理方法 | 第26-27页 |
| 3 结果 | 第27-32页 |
| 3.1 动物存活情况 | 第27页 |
| 3.2 脾切除显著降低骨折愈合部位巨噬细胞数量 | 第27-28页 |
| 3.3 脾切除显著减少骨折愈合过程中炎性细胞因子释放 | 第28页 |
| 3.4 脾切除延缓大鼠股骨骨折愈合 | 第28-29页 |
| 3.5 脾切除抑制过着愈合过程中骨生成标志物OPG、RANKL的表达 | 第29-30页 |
| 3.6 脾切除降低骨折愈合过程中ALP、osteocalcin表达,抑制ALP活性 | 第30页 |
| 3.7 脾切除抑制骨折愈合过程中胶原蛋白的表达 | 第30-32页 |
| 4 讨论 | 第32-35页 |
| 5 结论 | 第35-36页 |
| 参考文献 | 第36-40页 |
| 第二部分 大鼠脾切除骨折模型miRNA芯片筛选及Real-timePCR验证 | 第40-57页 |
| 1 前言 | 第40-41页 |
| 2 材料与方法 | 第41-46页 |
| 2.1 实验材料 | 第41-42页 |
| 2.1.1 主要材料和试剂 | 第41-42页 |
| 2.1.2 主要仪器和器材 | 第42页 |
| 2.2 实验方法 | 第42-46页 |
| 2.2.1 实验动物分组与取材 | 第42-43页 |
| 2.2.2 总RNA的提取和检测 | 第43页 |
| 2.2.3 RNA标记与芯片杂交 | 第43-44页 |
| 2.2.4 芯片数据分析 | 第44页 |
| 2.2.5 Real-timePCR验证差异表达的miRNAs | 第44-45页 |
| 2.2.6 生物信息学预测 | 第45-46页 |
| 3 结果 | 第46-51页 |
| 3.1 总RNA质量检测结果 | 第46-47页 |
| 3.2 芯片扫描结果及异质性分析 | 第47-48页 |
| 3.3 Real-timePCR验证差异表达miRNAs | 第48-49页 |
| 3.4 生物信息学预测 | 第49-51页 |
| 4 讨论 | 第51-54页 |
| 5 结论 | 第54-55页 |
| 参考文献 | 第55-57页 |
| 第三部分 miR-30d在脾切除骨折愈合中调控作用 | 第57-84页 |
| 1 前言 | 第57-58页 |
| 2 材料与方法 | 第58-67页 |
| 2.1 实验材料 | 第58-61页 |
| 2.1.1 实验对象 | 第58页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第58-60页 |
| 2.1.3 主要仪器和器材 | 第60-61页 |
| 2.2 实验方法 | 第61-67页 |
| 2.2.1 细胞实验分组及方法 | 第61-62页 |
| 2.2.2 动物分组与取材 | 第62-63页 |
| 2.2.3 细胞组行ALP染色和茜素红染色观察成骨分化情况 | 第63页 |
| 2.2.4 试剂盒法检测血清ALP活性 | 第63页 |
| 2.2.5 Elisa 法检测血清中炎性因子 TNF-α、IL-1β、IL-6 及成骨标志物 Osteocalcin的表达 | 第63页 |
| 2.2.6 Real-timePCR检测ALP、osteocalcinmRNA | 第63-64页 |
| 2.2.7 Real-timePCR检测miR-30d表达 | 第64-65页 |
| 2.2.8 骨折端组织的HE染色 | 第65页 |
| 2.2.9 骨折端组织的免疫组化 | 第65-66页 |
| 2.2.10 Westernblot检测FoxO3a、Runx2蛋白表达 | 第66-67页 |
| 3 结果 | 第67-77页 |
| 3.1 细胞实验结果 | 第67-72页 |
| 3.1.1 BMSCs的形态学观察和成骨诱导分化 | 第67-68页 |
| 3.1.2 脾切除组血清对BMSCs细胞成骨分化的影响 | 第68-69页 |
| 3.1.3 miR-30d对BMSCs成骨分化的影响 | 第69-72页 |
| 3.2 动物实验结果 | 第72-77页 |
| 3.2.1 动物存活情况 | 第72页 |
| 3.2.2 miR-30d的在动物实验各组外周血及骨折端组织中的表达 | 第72页 |
| 3.2.3 骨折端组织的HE染色 | 第72-73页 |
| 3.2.4 骨折端组织的免疫组化染色 | 第73-74页 |
| 2.2.5 TNF-α、IL-1β、IL-6在血清中的表达 | 第74-75页 |
| 3.2.6 成骨标志物ALP及osteocalcin的表达 | 第75-76页 |
| 3.2.7 WesternBlot检测骨折血肿组织中FoxO3a的表达 | 第76-77页 |
| 4 讨论 | 第77-81页 |
| 5 结论 | 第81-82页 |
| 参考文献 | 第82-84页 |
| 本研究创新性的自我评价 | 第84-85页 |
| 文献综述 | 第85-101页 |
| 参考文献 | 第94-101页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第101-102页 |
| 致谢 | 第102-103页 |
| 个人简历 | 第103页 |
