| 中文摘要 | 第3-5页 |
| 英文摘要 | 第5-6页 |
| 主要缩写词 | 第9-11页 |
| 1 绪论 | 第11-29页 |
| 1.1 淋巴管系统 | 第11-13页 |
| 1.1.1 淋巴管系统的简介 | 第11页 |
| 1.1.2 淋巴管的功能及其相关疾病的危害 | 第11-12页 |
| 1.1.3 研究淋巴管发育的意义 | 第12-13页 |
| 1.2 淋巴管发育的分子机制 | 第13-17页 |
| 1.2.1 淋巴管内皮细胞的分化机制 | 第13-16页 |
| 1.2.2 淋巴管内皮细胞的迁移机制 | 第16-17页 |
| 1.3 斑马鱼淋巴管系统的发育 | 第17-24页 |
| 1.3.1 斑马鱼简介 | 第17-18页 |
| 1.3.2 斑马鱼淋巴管的发育 | 第18-24页 |
| 1.4 蛋白酶活化受体PAR1 | 第24-28页 |
| 1.4.1 PARs简介 | 第24-27页 |
| 1.4.2 PARs在血管生理学中的作用 | 第27页 |
| 1.4.3 PARs在血管病理学中的作用 | 第27-28页 |
| 1.5 本课题的研究目的 | 第28-29页 |
| 2 材料与方法 | 第29-57页 |
| 2.1 斑马鱼相关实验 | 第29-47页 |
| 2.1.1 斑马鱼的品系 | 第29页 |
| 2.1.2 斑马鱼的培养 | 第29-30页 |
| 2.1.3 斑马鱼的传代 | 第30-32页 |
| 2.1.4 斑马鱼胚胎显微注射 | 第32-33页 |
| 2.1.5 斑马鱼基因敲降(Morpholino) | 第33-36页 |
| 2.1.6 斑马鱼基因敲除(CRISPR/Cas9) | 第36-41页 |
| 2.1.7 斑马鱼整胚原位杂交 | 第41-44页 |
| 2.1.8 斑马鱼整胚免疫荧光实验 | 第44-46页 |
| 2.1.9 斑马鱼抑制剂相关实验 | 第46-47页 |
| 2.1.10 共聚焦显微镜的使用 | 第47页 |
| 2.2 分子和细胞相关实验 | 第47-57页 |
| 2.2.1 DNA的提取 | 第47-48页 |
| 2.2.2 RNA的提取和cDNA的制备 | 第48-50页 |
| 2.2.3 细胞培养 | 第50-51页 |
| 2.2.4 siRNA的转染 | 第51-52页 |
| 2.2.5 基因表达的检测 | 第52-57页 |
| 3 结果与分析 | 第57-93页 |
| 3.1 par1通过调控prox1a影响斑马鱼淋巴管发育 | 第57-70页 |
| 3.1.1 par1在斑马鱼中的表达位置具有组织特异性 | 第57-58页 |
| 3.1.2 敲降par1导致斑马鱼TD发育异常 | 第58-61页 |
| 3.1.3 敲除par1导致斑马鱼TD发育异常 | 第61-65页 |
| 3.1.4 par1通过调控prox1a的表达而影响斑马鱼淋巴管发育 | 第65-69页 |
| 3.1.5 本节小结 | 第69-70页 |
| 3.2 鉴定斑马鱼淋巴管发育过程中Par1上游的蛋白酶 | 第70-80页 |
| 3.2.1 凝血酶(coagulation factor Ⅱ.F2)并不参与斑马鱼淋巴管发育的调控 | 第70-74页 |
| 3.2.2 Mmp13b/MMP1作为上游蛋白酶参与par1/PAR1调控淋巴管发育的过程 | 第74-80页 |
| 3.2.3 本节小结 | 第80页 |
| 3.3 gnai2a/GNAI2作为下游信号分子参与par1/PAR1调控淋巴管发育的过程 | 第80-93页 |
| 3.3.1 HDLEC中GNAI2是参与PAR1调控淋巴管发育过程的下游信号 | 第80-84页 |
| 3.3.2 gnai2a在斑马鱼发育过程中的表达具有组织特异性 | 第84-85页 |
| 3.3.3 敲降gnai2a导致斑马鱼TD发育异常 | 第85-87页 |
| 3.3.4 敲降gnai2a导致prox1a的表达受到抑制 | 第87-88页 |
| 3.3.5 敲除gnai2a基因导致斑马鱼TD发育异常 | 第88-91页 |
| 3.3.6 本节小结 | 第91-93页 |
| 4 结论与展望 | 第93-99页 |
| 4.1 主要研究成果 | 第93-94页 |
| 4.2 存在的不足和后续研究工作的建议 | 第94-99页 |
| 致谢 | 第99-101页 |
| 参考文献 | 第101-111页 |
| 附录 | 第111页 |
| A. 作者在攻读博士学位期间发表的论文 | 第111页 |
| B. 作者在攻读博士学位期间参与的科研项目 | 第111页 |
