| 中文摘要 | 第3-6页 |
| 英文摘要 | 第6-8页 |
| 缩略词表 | 第13-14页 |
| 1 绪论 | 第14-26页 |
| 1.1 问题的提出及意义 | 第14-15页 |
| 1.2 国内外研究现状 | 第15-23页 |
| 1.2.1 HO-1与肿瘤 | 第15-18页 |
| 1.2.2 转录后修饰加工PTMs与HO-1的C端剪切 | 第18-20页 |
| 1.2.3 自噬和凋亡 | 第20-23页 |
| 1.3 本文的研究内容 | 第23-24页 |
| 1.3.1 研究目的 | 第23页 |
| 1.3.2 主要研究内容 | 第23-24页 |
| 1.4 本文的创新点 | 第24-26页 |
| 2 CASP1介导HO-1的C端剪切修饰 | 第26-54页 |
| 2.1 引言 | 第26-27页 |
| 2.2 实验材料与方法 | 第27-31页 |
| 2.2.1 主要仪器设备 | 第27页 |
| 2.2.2 实验试剂及耗材 | 第27-30页 |
| 2.2.3 相关试剂的配置 | 第30-31页 |
| 2.3 实验方法 | 第31-41页 |
| 2.3.1 细胞培养及收集 | 第31页 |
| 2.3.2 mRNA提取 | 第31页 |
| 2.3.3 RNA反转成cDNA | 第31-32页 |
| 2.3.4 HO-1基因的扩增及测序 | 第32页 |
| 2.3.5 基因序列分析 | 第32页 |
| 2.3.6 HA-HO-1和HO-1-HA标签表达载体构建 | 第32-34页 |
| 2.3.7 myc-CASP1和Myc-CASP1 p20标签表达载体构建 | 第34页 |
| 2.3.8 HO-1和26tHO-1慢病毒过表达载体构建 | 第34-35页 |
| 2.3.9 质粒转染 | 第35-36页 |
| 2.3.10 慢病毒包装 | 第36页 |
| 2.3.11 免疫荧光 | 第36-37页 |
| 2.3.12 Western blot检蛋白表达 | 第37-38页 |
| 2.3.13 CASP1和HO-1敲除载体构建 | 第38页 |
| 2.3.14 A375细胞HO-1基因敲除稳定株的单克隆筛选 | 第38-39页 |
| 2.3.15 HO-1突变体的构建 | 第39-40页 |
| 2.3.16 流式细胞术检测细胞周期及凋亡 | 第40-41页 |
| 2.3.17 数据分析 | 第41页 |
| 2.4 实验结果 | 第41-51页 |
| 2.4.1 UV辐射诱导HO-126kDa条带的产生并引起细胞凋亡增加 | 第41-42页 |
| 2.4.2 UV辐射诱导HO-1 26kDa条带蛋白在细胞核内富集 | 第42-43页 |
| 2.4.3 UV辐射诱导HO-1 26kDa条带蛋白在细胞核内富集 | 第43-44页 |
| 2.4.4 敲除CASP1抑制HO-1 26kDa异构体的产生 | 第44-45页 |
| 2.4.5 CASP1与HO-1结合 | 第45-46页 |
| 2.4.6 CASP1对HO-1C端剪切产生26tHO-1 | 第46-49页 |
| 2.4.7 26tHO-1可不依赖UV辐射而进入细胞核 | 第49页 |
| 2.4.8 CASP1识别位点(LLTHD)仅出现于灵长类HO-1序列中 | 第49-51页 |
| 2.5 讨论 | 第51-54页 |
| 3 26tHO-1在自噬和凋亡中的作用 | 第54-76页 |
| 3.1 引言 | 第54页 |
| 3.2 实验材料与方法 | 第54-58页 |
| 3.2.1 主要仪器设备 | 第54-55页 |
| 3.2.2 实验试剂及耗材 | 第55-58页 |
| 3.2.3 相关试剂的配置 | 第58页 |
| 3.3 实验方法 | 第58-68页 |
| 3.3.1 细胞培养及收集 | 第58-59页 |
| 3.3.2 mRNA提取 | 第59页 |
| 3.3.3 RNA反转成cDNA | 第59页 |
| 3.3.4 自噬相关基因的表达分析 | 第59-60页 |
| 3.3.5 基因序列分析 | 第60页 |
| 3.3.6 pLJM-DsRed-LC3B-EGFP慢病毒过表达载体构建 | 第60-63页 |
| 3.3.7 质粒转染 | 第63页 |
| 3.3.8 慢病毒包装 | 第63-64页 |
| 3.3.9 免疫组化 | 第64-65页 |
| 3.3.10 Western blotting检蛋白表达 | 第65-66页 |
| 3.3.11 流式细胞术检测细胞周期及凋亡 | 第66-67页 |
| 3.3.12 CCK-8实验 | 第67页 |
| 3.3.13 结晶紫染色实验 | 第67页 |
| 3.3.14 裸鼠成瘤实验 | 第67页 |
| 3.3.15 数据分析 | 第67-68页 |
| 3.4 结果 | 第68-72页 |
| 3.4.1 26tHO-1引起细胞自噬,并促自噬相关分子的表达 | 第68-69页 |
| 3.4.2 26tHO-1促细胞凋亡 | 第69-72页 |
| 3.4.3 HO-1敲除对细胞增殖及凋亡分子的影响 | 第72页 |
| 3.5 讨论 | 第72-76页 |
| 4 26tHO-1与Bmal1作用影响自噬和凋亡的初步研究 | 第76-92页 |
| 4.1 引言 | 第76页 |
| 4.2 实验材料 | 第76-80页 |
| 4.2.1 主要仪器设备 | 第76-77页 |
| 4.2.2 实验试剂及耗材 | 第77-79页 |
| 4.2.3 相关试剂的配置 | 第79-80页 |
| 4.3 实验方法 | 第80-87页 |
| 4.3.1 细胞培养及收集 | 第80页 |
| 4.3.2 mRNA提取 | 第80-81页 |
| 4.3.3 RNA反转成cDNA | 第81页 |
| 4.3.4 自噬相关基因的表达分析 | 第81-82页 |
| 4.3.5 基因序列分析 | 第82页 |
| 4.3.6 HA-Bmal1标签表达载体构建 | 第82-83页 |
| 4.3.7 Bmal1慢病毒干扰载体构建 | 第83-84页 |
| 4.3.8 质粒转染 | 第84-85页 |
| 4.3.9 慢病毒包装 | 第85页 |
| 4.3.10 Western blotting检蛋白表达 | 第85-86页 |
| 4.3.11 免疫共沉淀实验 | 第86-87页 |
| 4.3.12 数据分析 | 第87页 |
| 4.4 实验结果 | 第87-90页 |
| 4.4.1 26tHO-1与Bmal1结合并促Bmal1入核 | 第87-88页 |
| 4.4.2 干扰Bmal1可抑制26tHO-1引起的自噬和凋亡效应 | 第88-90页 |
| 4.5 讨论 | 第90-92页 |
| 5 结论与展望 | 第92-94页 |
| 5.1 本研究的主要结论 | 第92页 |
| 5.2 研究不足与展望 | 第92-94页 |
| 致谢 | 第94-96页 |
| 参考文献 | 第96-111页 |
| 附录 | 第111-116页 |
| A pMD~(TML)9-T载体的图谱 | 第111-112页 |
| B pCMV-HA/Myc载体的图谱 | 第112-113页 |
| C lentiCRISPRv2载体的图谱 | 第113-114页 |
| D pLJM-EGFP载体的图谱 | 第114-115页 |
| E pLKO.1载体的图谱 | 第115-116页 |
| F 作者在博士期间发表的论文 | 第116页 |
