| 致谢 | 第5-6页 |
| 摘要 | 第6-9页 |
| Abstract | 第9-10页 |
| 缩略语表 | 第11-22页 |
| 第一章 绪论 | 第22-45页 |
| 1.1 肿瘤微环境与肿瘤治疗 | 第22-24页 |
| 1.1.1 肿瘤微环境的概念 | 第22页 |
| 1.1.2 肿瘤相关成纤维细胞与肿瘤治疗 | 第22-23页 |
| 1.1.3 化疗导致成纤维细胞损伤引起肿瘤耐药和复发 | 第23-24页 |
| 1.2 肿瘤基因治疗的概念及优势 | 第24-26页 |
| 1.3 肿瘤基因治疗的核酸药物载体 | 第26-31页 |
| 1.3.1 病毒类核酸药物载体 | 第26-27页 |
| 1.3.2 非病毒类核酸药物载体 | 第27-28页 |
| 1.3.3 非病毒基因输送载体研究现状 | 第28-31页 |
| 1.3.3.1 阳离子脂质体及其杂化体系 | 第28-30页 |
| 1.3.3.2 阳离子聚合物 | 第30-31页 |
| 1.3.3.3 阳离子聚合物获得高基因转染效率的必要条件 | 第31页 |
| 1.4 电荷性质对于阳离子聚合物基因输送载体效率起关键作用 | 第31-34页 |
| 1.4.1 基因输送过程各步骤对阳离子聚合物纳米载药系统电荷性质的不同要求 | 第31-32页 |
| 1.4.2 传统的阳离子聚合物载体难以释放DNA导致转染效率低下 | 第32页 |
| 1.4.3 刺激响应型阳离子聚合物应用于基因输送的研究现状 | 第32-34页 |
| 1.5 生物酶刺激响应型的核酸药物载体 | 第34-37页 |
| 1.5.1 酶响应释放型药物载体研究现状 | 第34-36页 |
| 1.5.2 酯酶响应释放型载体应用于药物和基因输送 | 第36-37页 |
| 1.6 腹腔递送方式应用于肿瘤的基因治疗 | 第37-39页 |
| 1.6.1 腹腔注射递送基因对于腹腔肿瘤的治疗比静脉注射更具有优势 | 第38-39页 |
| 1.6.2 腹腔注射递送基因治疗腹腔肿瘤及腹腔外肿瘤的成功案例 | 第39页 |
| 1.7 TRAIL基因应用于肿瘤治疗的研究现状 | 第39-41页 |
| 1.8 课题的提出 | 第41-45页 |
| 第二章 酯酶响应电荷反转型阳离子聚合物的合成、表征 | 第45-74页 |
| 2.1 引言 | 第45-46页 |
| 2.2 实验材料及实验仪器 | 第46-50页 |
| 2.2.1 实验试剂 | 第46-48页 |
| 2.2.2 实验仪器 | 第48-49页 |
| 2.2.3 实验细胞系及实验动物 | 第49页 |
| 2.2.4 工作溶液 | 第49-50页 |
| 2.3 实验方法 | 第50-59页 |
| 2.3.1 酯酶响应型基因输送载体(Esterase responsive gene delivery polymer,ERP)及其对照载体的合成 | 第50-52页 |
| 2.3.2 高效液相色谱法检测ERP载体酯酶响应下的释放 | 第52页 |
| 2.3.3 ERP在酯酶响应下的电荷反转 | 第52-53页 |
| 2.3.4 实验用质粒的提取 | 第53-54页 |
| 2.3.5 阳离子聚合物ERP/DNA纳米复合物的制备 | 第54页 |
| 2.3.6 ERP/DNA纳米复合物的粒径和电势表征 | 第54-55页 |
| 2.3.7 凝胶阻滞电泳实验检测ERP/DNA纳米复合物的稳定性以及酯酶响应条件下DNA的释放 | 第55页 |
| 2.3.8 3-(4,5-二甲基噻唑-2)-2,5-二苯基四氮唑溴盐(MTT)法检测ERP聚合物的毒性,并与分子量为25KDa的聚乙烯亚胺进行比较 | 第55-56页 |
| 2.3.9 ERP/DNA纳米复合物的细胞转染实验 | 第56-57页 |
| 2.3.10 荧光素二乙酸酯法(Fluorescein diacetate,FDA)检测HeLa和NIH3T3细胞的酯酶活力 | 第57-58页 |
| 2.3.11 激光共聚焦显微镜观察ERP/pLUCI纳米复合物的入核、溶酶体逃逸,以及聚合物在细胞内酯酶响应下与质粒的解离过程 | 第58-59页 |
| 2.4 实验结果与讨论 | 第59-72页 |
| 2.4.1 ERP及其对照载体的合成与表征 | 第59页 |
| 2.4.2 HPLC检测ERP在酯酶响应下的水解及ERP在酯酶响应下的电荷反转 | 第59-61页 |
| 2.4.3 ERP/DNA纳米复合物的粒径分布和电势表征 | 第61-62页 |
| 2.4.4 凝胶阻滞电泳实验检测ERP/DNA纳米复合物的稳定性以及酯酶响应下DNA的释放 | 第62-63页 |
| 2.4.5 MTT法检测ERP聚合物的细胞毒性 | 第63-64页 |
| 2.4.6 ERP/DNA纳米复合物的细胞转染实验 | 第64-66页 |
| 2.4.7 荧光素二乙酸酯法(Fluorescein diacetate,FDA)检测HeLa和NIH3T3细胞的酯酶活力及ERP/pLUCI在HeLa与NIH3T3细胞中的选择性转染 | 第66-68页 |
| 2.4.8 激光共聚焦显微镜观察ERP/pLUCI纳米复合物细胞内过程与解离 | 第68-72页 |
| 2.5 本章小结 | 第72-74页 |
| 第三章 酯酶响应型基因输送体系应用于宫颈癌腹腔瘤的治疗及与临床化疗药物的比较研究 | 第74-148页 |
| 3.1 引言 | 第74-77页 |
| 3.2 实验材料及实验仪器 | 第77-82页 |
| 3.2.1 实验试剂 | 第77-80页 |
| 3.2.2 实验仪器 | 第80-81页 |
| 3.2.3 实验用细胞系及实验动物 | 第81页 |
| 3.2.4 工作溶液 | 第81-82页 |
| 3.3 实验方法 | 第82-96页 |
| 3.3.1 阳离子脂质体包被型纳米复合物LERPs/DNA的制备 | 第82页 |
| 3.3.2 阳离子脂质体包被型纳米复合物LERPs/DNA的粒径和电势分布 | 第82页 |
| 3.3.3 LERPs/DNA的透射电镜表征 | 第82-83页 |
| 3.3.4 LERPs/pLUCI及ERP/pLUCI在含血清培养基中孵育后的粒径及电势变化 | 第83页 |
| 3.3.5 LERPs/pLUCI及ERP/pLUCI在不同浓度血清下在HeLa及其他六种细胞中的转染 | 第83页 |
| 3.3.6 激光共聚焦显微镜观察LERPs/pEGFP和PEI/pEGFP在HeLa细胞中的转染 | 第83-84页 |
| 3.3.7 流式细胞仪检测LERPs/pEGFP在HeLa及NIH3T3细胞中的转染阳性率 | 第84页 |
| 3.3.8 流式细胞仪检测细胞吞噬抑制剂对LERPs/pLUCI细胞摄取的影响 | 第84-85页 |
| 3.3.9 激光共聚焦显微镜观察LERPs/pLUCI在HeLa细胞中的入胞及脱脂质体壳现象 | 第85页 |
| 3.3.10 HeLa腹腔瘤裸鼠模型的构建 | 第85-86页 |
| 3.3.11 HeLa腹腔瘤体内转染的活体成像 | 第86页 |
| 3.3.12 化学发光法定量测定HeLa腹腔瘤组织及心肝脾肺肾的荧光素酶表达 | 第86页 |
| 3.3.13 Western Blot检测LERPs/pTRAIL在Hela和NIH3T3细胞上的转染效率 | 第86-87页 |
| 3.3.14 LERPs/pTRAIL和PEI/pTRAIL诱导Hela和NIH3T3细胞的凋亡形态学观察以及Annexin V-PI双色实验检测pTRAIL基因处理组和化疗药物处理组诱导Hela和NIH3T3细胞的凋亡情况 | 第87-88页 |
| 3.3.15 MTT法测定LERPs/pTRAIL和PEI/pTRAIL对HeLa细胞的毒性试验 | 第88-89页 |
| 3.3.16 LERPs/pTRAIL在HeLa腹腔瘤模型上的抑瘤实验、停药反弹实验及90天生存率实验 | 第89-90页 |
| 3.3.17 肿瘤组织及器官切片的组织学分析 | 第90-93页 |
| 3.3.18 Western blot检测TRAIL,WNT16B和α-SMA的表达 | 第93-94页 |
| 3.3.19 LERPs/pTRAIL的生物安全性分析 | 第94-95页 |
| 3.3.20 LERPs/pTRAIL对HeLa皮下瘤抑瘤实验 | 第95页 |
| 3.3.21 LERPs/pTRAIL用于UMUC3/NIH3T3腹腔瘤模型的抑瘤实验 | 第95-96页 |
| 3.4 实验结果与讨论 | 第96-146页 |
| 3.4.1 阳离子脂质体包被型纳米复合物LERPs/pDNA的制备及其表征 | 第96-98页 |
| 3.4.2 ERP/pLUCI及LERPs/pLUCI在含血清培养基中孵育后的粒径及电势变化 | 第98-99页 |
| 3.4.3 ERP/pLUCI及LERPs/pLUCI在有血清条件下转染HeLa及其他细胞 | 第99-101页 |
| 3.4.4 激光共聚焦显微镜观察LERPs/pEGFP在HeLa细胞内的转染过程 | 第101-103页 |
| 3.4.5 流式细胞仪检测LERPs/pEGFP在HeLa及NIH3T3细胞中的转染阳性率,并与PEI25K/pEGFP比较 | 第103-105页 |
| 3.4.6 流式细胞仪检测细胞吞噬抑制剂对LERPs/pLUCI细胞摄取的影响 | 第105-106页 |
| 3.4.7 激光共聚焦显微镜观察LERPs/pLUCI细胞内过程 | 第106-107页 |
| 3.4.8 HeLa腹腔瘤模型的构建与LERPs/pLUCI的体内转染 | 第107-109页 |
| 3.4.9 荷瘤质量以及腹水体积对于腹腔注射转染效率的影响 | 第109-110页 |
| 3.4.10 Western Blot检测LERPs/pTRAIL在Hela和NIH3T3细胞上的转染表达 | 第110-113页 |
| 3.4.11 LERPs/pTRAIL诱导HeLa和NIH3T3细胞的凋亡分析 | 第113-117页 |
| 3.4.12 MTT法测定LERPs/pTRAIL和PEI25K/pTRAIL对HeLa细胞的毒性 | 第117-119页 |
| 3.4.13 LERPs/pTRAIL在HeLa腹腔瘤模型上的抑瘤预实验 | 第119-122页 |
| 3.4.14 LERPs/pTRAIL在HeLa腹腔瘤模型上的抑瘤正式实验及停药反弹实验 | 第122-127页 |
| 3.4.15 LERPs/pTRAIL基因治疗与三种化疗药物治疗裸鼠愈后的比较 | 第127-129页 |
| 3.4.16 对基因和化疗药物治疗后的肿瘤组织及器官切片的组织学分析 | 第129-135页 |
| 3.4.17 Western blot检测基因治疗组中TRAIL、WNT 16B和α-SMA的表达 | 第135-137页 |
| 3.4.18 LERPs/pTRAIL基因治疗的安全性分析 | 第137-141页 |
| 3.4.19 LERPs/pLUCI在HeLa皮下瘤模型上的转染以及LERPs/pTRAIL在HeLa皮下瘤模型上的抑瘤实验 | 第141-144页 |
| 3.4.20 LERPs/pTRAIL应用于膀胱癌腹腔转移瘤模型的抑瘤实验 | 第144-146页 |
| 3.5 本章小结 | 第146-148页 |
| 第四章 基于二乙基氨基乙基丙烯酸酯的酯酶响应型阳离子聚合物体系的合成及其基因输送研究初探 | 第148-183页 |
| 4.1 引言 | 第148-150页 |
| 4.2 实验材料及实验仪器 | 第150-156页 |
| 4.2.1 实验试剂 | 第150-154页 |
| 4.2.2 实验仪器 | 第154-156页 |
| 4.2.3 实验用细胞系及实验动物 | 第156页 |
| 4.2.4 工作溶液 | 第156页 |
| 4.3 实验方法 | 第156-162页 |
| 4.3.1 PQDMA,PQDEA,PQDBA酯酶响应型聚合物的合成 | 第156-158页 |
| 4.3.2 PQDMA/DNA,PQDEA/DNA和PQDBA/DNA纳米复合物的制备以及不同氮磷比纳米复合物粒径和电势表征 | 第158页 |
| 4.3.3 聚合物/DNA纳米复合物的细胞转染实验 | 第158-159页 |
| 4.3.4 激光共聚焦显微镜观察PQDEA/pLUCI的入核和破溶酶体过程 | 第159页 |
| 4.3.5 细胞吞噬抑制剂对PQDEA/pLUCI内吞的影响 | 第159-160页 |
| 4.3.6 脂质包裹型纳米复合物LPQDEA/pLUCI和LPQDBA/pLUCI的制备及在不同血清浓度下HeLa细胞的转染 | 第160页 |
| 4.3.7 LPQDEA/pLUCI和LPQDBA/pLUCI在四种细胞系(HeLa,A549,SW480和SKOV3)的转染 | 第160页 |
| 4.3.8 激光共聚焦显微镜观察LPQDEA/pEGFP和PEI25K/pEGFP在10%和100%血清培养基HeLa细胞上的转染 | 第160页 |
| 4.3.9 活体成像检测LPQDEA/pLUCI用于HeLa腹腔扩散瘤体内模型的转染并与lipo2000和PEI25K相比较 | 第160-161页 |
| 4.3.10 化学发光法定量LPQDEA/pLUCI转染HeLa腹腔扩散瘤后肿瘤组织荧光素酶表达 | 第161页 |
| 4.3.11 Western blot检测LPQDEA/pTRAIL在Hela细胞的转染表达,并与PE125K/pTRAIL进行比较 | 第161页 |
| 4.3.12 LPQDEA/pTRAIL诱导Hela细胞凋亡的形态学观察,并与阳性对照PEI25K/pTRAIL进行比较 | 第161页 |
| 4.3.13 LPQDEA/pTRAIL在HeLa腹腔瘤模型上的抑瘤实验,停药反弹实验及 | 第161页 |
| 4.3.14 肿瘤切片的组织学分析(HE、Masson、Caspase 3、α-SMA) | 第161页 |
| 4.3.15 LPQDEA/pTRAIL的生物安全性分析并与化疗药物比较 | 第161-162页 |
| 4.3.16 加入长循环脂质体后对LPQDEA/pLUCI和LPQDBA/pLUCI转染的影响 | 第162页 |
| 4.4 实验结果与讨论 | 第162-181页 |
| 4.4.1 PDEA、PDMA和PDBA的合成 | 第162页 |
| 4.4.2 单体N,N-二丁基氨基乙酯(DBA)的合成 | 第162-163页 |
| 4.4.3 PQDMA,PQDEA和PQDBA的合成 | 第163页 |
| 4.4.4 PQDMA/pLUCI,PQDEA/pLUCI和PQDBA/pLUCI不同氮磷比纳米复合物的粒径和电势表征 | 第163-164页 |
| 4.4.5 PQDMA/pLUCI,PQDEA/pLUCI和PQDBA/pLUCI纳米复合物的细胞转染 | 第164-165页 |
| 4.4.6 PDEA分子量大小对PQDEA/pLUCI转染效率的影响 | 第165页 |
| 4.4.7 氯喹的加入对pDECBA/pLUCI转染效率的影响 | 第165-166页 |
| 4.4.8 激光共聚焦显微镜观察PQDEA/pLUCI的入核和破溶酶体过程 | 第166-168页 |
| 4.4.9 吞噬抑制剂对PQDEA/pLUCI内吞的影响 | 第168-169页 |
| 4.4.10 脂质化PQDEA/pLUCI纳米复合物(LPQDEA/pLUCI)和PQDBA/pLUCI纳米复合物(LPQDBA/pLUCI)的制备及其在不同浓度血清培养基中的转染 | 第169-170页 |
| 4.4.11 激光共聚焦显微镜观察LPQDEA/pEGFP和PEI25K/pEGFP在10%和100 %血清培养基HeLa细胞上的转染 | 第170-171页 |
| 4.4.12 活体成像及化学发光法检测LPQDEA/pLUCI用于HeLa腹腔扩散瘤体内模型的转染并与lipo2000和PEI25K相比较 | 第171-173页 |
| 4.4.13 Western blot检测LPQDEA/pTRAIL在Hela细胞的转染表达及诱导Hela细胞凋亡的形态学观察 | 第173-174页 |
| 4.4.14 LPQDEA/pTRAIL在HeLa腹腔瘤模型上的抗肿瘤能力 | 第174-176页 |
| 4.4.15 肿瘤切片的组织学切片分析(HE,Masson,Caspase 3,α-SMA) | 第176-177页 |
| 4.4.16 LPQDEA/pTRAIL的生物安全性分析 | 第177-180页 |
| 4.4.17 加入长循环脂质体对LPQDEA/pLUCI和LPQDBA/pLUCI转染的影响 | 第180-181页 |
| 4.5 本章小结 | 第181-183页 |
| 第五章 结论与展望 | 第183-185页 |
| 5.1 论文总结 | 第183-184页 |
| 5.2 研究展望 | 第184-185页 |
| 参考文献 | 第185-195页 |
| 作者简历及在校期间取得的科研成果 | 第195-196页 |
