| 摘要 | 第6-7页 |
| abstract | 第7-8页 |
| 第一章 引言 | 第16-26页 |
| 1.1 布鲁菌病原学与致病机制 | 第16-17页 |
| 1.1.1 布鲁菌的病原学 | 第16-17页 |
| 1.1.2 布鲁菌致病机制 | 第17页 |
| 1.2 布鲁菌的免疫 | 第17-21页 |
| 1.2.1 布鲁菌感染引起的固有免疫 | 第17-19页 |
| 1.2.2 布鲁菌感染引起的适应性免疫 | 第19-21页 |
| 1.3 布鲁菌逃逸宿主的免疫 | 第21-25页 |
| 1.3.1 布鲁菌干扰固有免疫信号通路 | 第21-22页 |
| 1.3.2 布鲁菌调节适应性免疫 | 第22-23页 |
| 1.3.3 布鲁菌调节细胞的死亡 | 第23-24页 |
| 1.3.4 布鲁菌通过其他方式逃逸宿主免疫 | 第24-25页 |
| 1.4 本研究的目的和意义 | 第25-26页 |
| 第二章 布鲁菌感染巨噬细胞的转录组测序及免疫关键分子鉴定 | 第26-36页 |
| 2.1 材料和方法 | 第26-29页 |
| 2.1.1 菌株,细胞系 | 第26页 |
| 2.1.2 相关试剂 | 第26页 |
| 2.1.3 相关溶液及试剂配制 | 第26-27页 |
| 2.1.4 主要仪器设备 | 第27页 |
| 2.1.5 布鲁菌感染条件的确立及转录组样本的准备 | 第27页 |
| 2.1.6 转录组测序结果分析 | 第27页 |
| 2.1.7 荧光定量PCR筛选布鲁菌逃逸免疫相关分子 | 第27-29页 |
| 2.1.8 数据统计与分析 | 第29页 |
| 2.2 实验结果 | 第29-35页 |
| 2.2.1 布鲁菌感染条件的确定 | 第29-30页 |
| 2.2.2 转录组生物信息学分析结果 | 第30-34页 |
| 2.2.3 筛选布鲁菌逃逸免疫的关键分子 | 第34-35页 |
| 2.3 讨论 | 第35-36页 |
| 第三章 布鲁菌通过下调TXNIP蛋白来增强其胞内存活 | 第36-59页 |
| 3.1 材料和方法 | 第36-46页 |
| 3.1.1 菌株,质粒和细胞系 | 第36-37页 |
| 3.1.2 抗体与相关试剂 | 第37页 |
| 3.1.3 相关溶液及试剂配制 | 第37页 |
| 3.1.4 主要仪器设备 | 第37-38页 |
| 3.1.5 蛋白免疫印迹检测布鲁菌感染后巨噬细胞后TXNIP的表达变化 | 第38页 |
| 3.1.6 通过Crispr敲除TXNIP基因的细胞系 | 第38-42页 |
| 3.1.7 免疫荧光和菌落计数检测布鲁菌胞内存活 | 第42-43页 |
| 3.1.8 荧光定量PCR检测布鲁菌感染TXNIP~(+/-)RAW264.7 细胞后相关因子变化 | 第43页 |
| 3.1.9 蛋白免疫印迹检测布鲁菌感染TXNIP~(+/-)RAW264.7 细胞后相关蛋白表达 | 第43页 |
| 3.1.10 流式检测布鲁菌感染TXNIP~(+/-)RAW264.7 细胞后活性氧产生 | 第43-44页 |
| 3.1.11 Griess法检测布鲁菌感染TXNIP~(+/-)RAW264.7 细胞后一氧化氮产生 | 第44页 |
| 3.1.12 通过菌落计数检测原代细胞中TXNIP对布鲁菌胞内存活的影响 | 第44-45页 |
| 3.1.13 通过荧光定量PCR和蛋白免疫印迹检测小鼠体内TXNIP表达变化 | 第45页 |
| 3.1.14 数据统计与分析 | 第45-46页 |
| 3.2 实验结果 | 第46-56页 |
| 3.2.1 布鲁菌感染巨噬细胞后减弱TXNIP的表达,其下调表达依赖于活菌及Ⅳ分泌系统 | 第46-47页 |
| 3.2.2 缺失TXNIP后对布鲁菌的胞内存活的影响 | 第47-48页 |
| 3.2.3 缺失TXNIP对布鲁菌感染后相关蛋白表达和细胞因子的影响 | 第48-49页 |
| 3.2.4 布鲁菌通过减少巨噬细胞一氧化氮的产生来增强其胞内存活 | 第49-50页 |
| 3.2.5 布鲁菌通过减少巨噬细胞ROS的产生来增强其胞内存活 | 第50-51页 |
| 3.2.6 TXNIP的下调表达不依赖于IRE1-miR-17 通路 | 第51-52页 |
| 3.2.7 布鲁菌感染后通过NO来调节TXNIP的表达 | 第52-53页 |
| 3.2.8 iNOS/NO的表达依赖于布鲁菌的Ⅳ分泌系统 | 第53-54页 |
| 3.2.9 TXNIP在原代细胞和小鼠体内的表达 | 第54-56页 |
| 3.3 讨论 | 第56-59页 |
| 第四章 布鲁菌通过上调HO-1蛋白表达来增强其胞内存活 | 第59-73页 |
| 4.1 材料和方法 | 第59-63页 |
| 4.1.1 菌株、质粒和细胞系 | 第59页 |
| 4.1.2 抗体与相关试剂 | 第59-60页 |
| 4.1.3 相关溶液及试剂配制 | 第60页 |
| 4.1.4 主要仪器设备 | 第60页 |
| 4.1.5 蛋白免疫印迹检测布鲁菌感染后巨噬细胞后HO-1 及相关蛋白的表达 | 第60页 |
| 4.1.6 通过Crispr敲除HMOX1(HO-1),Nfe2l2(Nrf2)基因的细胞系 | 第60-61页 |
| 4.1.7 菌落计数检测布鲁菌胞内存活 | 第61页 |
| 4.1.8 药物抑制HO-1 蛋白活性后检测布鲁菌胞内存活 | 第61页 |
| 4.1.9 荧光定量PCR检测布鲁菌感染HO-1~(+/-)RAW264.7 细胞后相关因子变化 | 第61页 |
| 4.1.10 蛋白免疫印迹检测抑制或敲除上游相关分子后HO-1 蛋白表达 | 第61-62页 |
| 4.1.11 通过荧光定量PCR,蛋白免疫印迹和ELISA检测原代细胞及小鼠体内HO-1表达变化 | 第62页 |
| 4.1.12 数据统计与分析 | 第62-63页 |
| 4.2 实验结果 | 第63-70页 |
| 4.2.1 布鲁菌感染巨噬细胞后增强HO-1 及相关蛋白的表达 | 第63-64页 |
| 4.2.2 布鲁菌通过脂多糖(LPS)来上调表达HO-1 及相关蛋白 | 第64-65页 |
| 4.2.3 布鲁菌通过细胞内AMPK,PI-3K通路来调节HO-1 的表达 | 第65-66页 |
| 4.2.4 缺失或抑制HO-1,Nrf2 蛋白表达后减弱布鲁菌在巨噬细胞的存活 | 第66-67页 |
| 4.2.5 缺失HO-1,Nrf2 后对布鲁菌感染巨噬细胞后活性氧氮产生的影响 | 第67-68页 |
| 4.2.6 布鲁菌在原代细胞上调表达HO-1 以利于其胞内存活 | 第68-69页 |
| 4.2.7 HO-1 在小鼠体内的表达变化 | 第69-70页 |
| 4.3 讨论 | 第70-73页 |
| 第五章 布鲁菌通过上调PRDX5 蛋白表达来增强其胞内存活 | 第73-81页 |
| 5.1 材料和方法 | 第73-75页 |
| 5.1.1 菌株、质粒和细胞系 | 第73页 |
| 5.1.2 抗体与相关试剂 | 第73-74页 |
| 5.1.3 相关溶液及试剂配制 | 第74页 |
| 5.1.4 主要仪器设备 | 第74页 |
| 5.1.5 蛋白免疫印迹检测布鲁菌感染后巨噬细胞后Prdx5 蛋白表达 | 第74页 |
| 5.1.6 通过Crispr敲除Prdx5 基因的细胞系 | 第74页 |
| 5.1.7 菌落计数检测布鲁菌胞内存活 | 第74页 |
| 5.1.8 布鲁菌通过减少巨噬细胞活性氧的产生来增强其胞内存活 | 第74-75页 |
| 5.1.9 布鲁菌通过减少巨噬细胞一氧化氮的产生来增强其胞内存活 | 第75页 |
| 5.1.10 通过荧光定量PCR和蛋白免疫印迹检测小鼠体内Prdx5 表达变化 | 第75页 |
| 5.1.11 数据统计与分析 | 第75页 |
| 5.2 实验结果 | 第75-79页 |
| 5.2.1 布鲁菌感染巨噬细胞后通过LPS增强Prdx5 蛋白的表达 | 第75-77页 |
| 5.2.2 缺失Prdx5 后对布鲁菌的胞内存活的影响 | 第77页 |
| 5.2.3 布鲁菌通过上调Prdx5 减少巨噬细胞活性氧氮的产生 | 第77-78页 |
| 5.2.4 Prdx5 在原代细胞和小鼠体内的表达变化 | 第78-79页 |
| 5.3 讨论 | 第79-81页 |
| 第六章 全文结论 | 第81-82页 |
| 参考文献 | 第82-92页 |
| 致谢 | 第92-93页 |
| 作者简历 | 第93页 |
