| 中文摘要 | 第3-6页 |
| 英文摘要 | 第6-8页 |
| 英汉缩略词对照表 | 第12-16页 |
| 1 绪论 | 第16-26页 |
| 1.1 问题的提出 | 第16页 |
| 1.2 国内外研究现状 | 第16-23页 |
| 1.2.1 LIPUS的物理作用机制 | 第16-17页 |
| 1.2.2 LIPUS对干细胞生物学行为的影响 | 第17-21页 |
| 1.2.3 LIPUS促进干细胞分化的信号通路 | 第21-22页 |
| 1.2.4 LIPUS对细胞因子分泌的影响 | 第22-23页 |
| 1.3 本文研究的目的、意义及主要内容 | 第23-26页 |
| 1.3.1 本文研究目的及意义 | 第23页 |
| 1.3.2 本文研究的主要内容 | 第23-24页 |
| 1.3.3 本文研究的主要创新点 | 第24-25页 |
| 1.3.4 技术路线 | 第25-26页 |
| 2 基因表达谱分析LIPUS对IPSCS-NCSCS基因表达的影响 | 第26-54页 |
| 2.1 引言 | 第26页 |
| 2.2 实验材料与试剂 | 第26-29页 |
| 2.2.1 实验细胞 | 第26页 |
| 2.2.2 主要实验仪器及耗材 | 第26-28页 |
| 2.2.3 主要实验试剂 | 第28页 |
| 2.2.4 主要试剂的配制 | 第28-29页 |
| 2.3 实验方法 | 第29-33页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第29-30页 |
| 2.3.2 体外LIPUS处理 | 第30页 |
| 2.3.3 文库构建和Illumina测序 | 第30-31页 |
| 2.3.4 RNA-seq数据分析 | 第31-32页 |
| 2.3.5 实时定量PCR分析 | 第32-33页 |
| 2.3.6 数据分析 | 第33页 |
| 2.4 实验结果 | 第33-49页 |
| 2.4.1 iPSCs-NCSCs的培养和外形特征 | 第33-34页 |
| 2.4.2 RNA提取及其质量鉴定 | 第34-35页 |
| 2.4.3 原始测序数据质控 | 第35页 |
| 2.4.4 测序数据质量剪切、统计和参考基因组比较 | 第35-38页 |
| 2.4.5 RNA-seq整体质量评估 | 第38-40页 |
| 2.4.6 表达差异分析 | 第40-49页 |
| 2.5 分析与讨论 | 第49-51页 |
| 2.6 本章小结 | 第51-54页 |
| 3 LIPUS促进IPSCS-NCSCS增殖和分化的力学信号转导通路 | 第54-74页 |
| 3.1 引言 | 第54-55页 |
| 3.2 实验材料与试剂 | 第55-57页 |
| 3.2.1 实验细胞 | 第55页 |
| 3.2.2 主要实验仪器及耗材 | 第55页 |
| 3.2.3 主要实验试剂 | 第55-56页 |
| 3.2.4 主要试剂的配制 | 第56-57页 |
| 3.3 实验方法 | 第57-61页 |
| 3.3.1 MTS检测 | 第57页 |
| 3.3.2 定量PCR检测 | 第57-59页 |
| 3.3.3 免疫荧光检测 | 第59页 |
| 3.3.4 Western blot检测 | 第59-61页 |
| 3.3.5 数据分析 | 第61页 |
| 3.4 实验结果 | 第61-70页 |
| 3.4.1 MTS检测LIPUS、FAK和ERK1/2 抑制剂对iPSCs-NCSCs增殖的影响 | 第61页 |
| 3.4.2 LIPUS、FAK和ERK1/2 抑制剂对iPSCs-NCSCs分化的影响 | 第61-63页 |
| 3.4.3 LIPUS、FAK抑制剂和ERK1/2 抑制剂对iPSCs-NCSCs细胞骨架的影响 | 第63-65页 |
| 3.4.4 LIPUS、FAK抑制剂和ERK1/2 抑制剂对FAK-ERK1/2 力学转导通路的影响 | 第65-70页 |
| 3.5 分析与讨论 | 第70-72页 |
| 3.6 本章小结 | 第72-74页 |
| 4 GDF5对LIPUS联合IPSCS-NCSCS修复周围神经损伤的影响 | 第74-96页 |
| 4.1 引言 | 第74-75页 |
| 4.2 实验材料与试剂 | 第75-76页 |
| 4.2.1 实验细胞和实验动物 | 第75页 |
| 4.2.2 主要实验仪器及耗材 | 第75页 |
| 4.2.3 主要实验试剂 | 第75-76页 |
| 4.2.4 主要试剂的配制 | 第76页 |
| 4.3 实验方法 | 第76-81页 |
| 4.3.1 MTS检测 | 第76-77页 |
| 4.3.2 定量PCR检测 | 第77页 |
| 4.3.3 脱细胞坐骨神经制备 | 第77页 |
| 4.3.4 石蜡切片 | 第77-78页 |
| 4.3.5 脱细胞坐骨神经表征 | 第78页 |
| 4.3.6 再细胞化-脱细胞坐骨神经导管制备 | 第78-79页 |
| 4.3.7 动物实验设计与分组 | 第79页 |
| 4.3.8 大鼠坐骨神经损伤模型的建立 | 第79页 |
| 4.3.9 超声刺激 | 第79页 |
| 4.3.10 大体观察 | 第79页 |
| 4.3.11 坐骨神经损伤恢复评价 | 第79-81页 |
| 4.3.12 数据分析 | 第81页 |
| 4.4 实验结果 | 第81-91页 |
| 4.4.1 定量PCR检测GDF5对iPSCs-NCSCs基因表达的影响 | 第81-82页 |
| 4.4.2 MTS检测PFTBA对iPSCs-NCSCs细胞活性的影响 | 第82-83页 |
| 4.4.3 脱细胞坐骨神经表征 | 第83-85页 |
| 4.4.4 损伤模型的观察 | 第85-86页 |
| 4.4.5 坐骨神经功能指数检测 | 第86-87页 |
| 4.4.6 神经传导速度检测 | 第87-88页 |
| 4.4.7 免疫荧光染色结果 | 第88-89页 |
| 4.4.8 免疫组化染色结果 | 第89-90页 |
| 4.4.9 HE染色结果 | 第90-91页 |
| 4.4.10 Masson染色结果 | 第91页 |
| 4.5 分析与讨论 | 第91-93页 |
| 4.6 本章小结 | 第93-96页 |
| 5 结论与展望 | 第96-98页 |
| 5.1 主要结论 | 第96页 |
| 5.2 后续研究工作展望 | 第96-98页 |
| 致谢 | 第98-100页 |
| 参考文献 | 第100-110页 |
| 附录 | 第110页 |
| A. 作者在攻读学位期间发表的论文目录 | 第110页 |
| B. 作者在攻读学位期间参加的科研项目目录 | 第110页 |
