| 摘要 | 第5-6页 |
| Abstract | 第6页 |
| 英文缩写 | 第9-10页 |
| 第1章 绪论 | 第10-20页 |
| 1.1 细胞压力损伤 | 第10-14页 |
| 1.1.1 氧化应激 | 第10-11页 |
| 1.1.2 DNA损伤修复 | 第11-13页 |
| 1.1.3 相关基因简介 | 第13-14页 |
| 1.2 转录因子FOXM1概述 | 第14-18页 |
| 1.2.1 转录因子FOXM1的结构 | 第14-15页 |
| 1.2.2 转录因子FOXM1的功能 | 第15-18页 |
| 1.3 诱导多能干细胞 | 第18-19页 |
| 1.4 研究目的与方法 | 第19-20页 |
| 第2章 细胞氧化应激模型构建 | 第20-32页 |
| 2.1 前言 | 第20-21页 |
| 2.2 实验材料 | 第21-22页 |
| 2.3 实验方法 | 第22-29页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第22页 |
| 2.3.2 免疫印迹（immunoblotting） | 第22-25页 |
| 2.3.3 单细胞凝胶电泳 | 第25-26页 |
| 2.3.4 半定量RT-PCR | 第26-29页 |
| 2.4 实验结果 | 第29-31页 |
| 2.4.1 H2O2诱导的氧化应激模型建立 | 第29页 |
| 2.4.2 UV诱导的氧化应激模型建立 | 第29-31页 |
| 2.5 讨论 | 第31-32页 |
| 第3章 FOXM1干扰及高表达体系的构建 | 第32-43页 |
| 3.1 前言 | 第32页 |
| 3.2 实验材料 | 第32-34页 |
| 3.3 实验方法 | 第34-39页 |
| 3.3.1 靶向人源FOXM1基因shRNA的设计及合成 | 第34页 |
| 3.3.2 干扰载体的酶切与回收 | 第34-35页 |
| 3.3.3 片段的连接与转化 | 第35-36页 |
| 3.3.4. 重组质粒的鉴定 | 第36-37页 |
| 3.3.5 质粒大提 | 第37-38页 |
| 3.3.6 人源FOXM1干扰及高表达慢病毒制备 | 第38-39页 |
| 3.4 实验结果 | 第39-41页 |
| 3.4.1 质粒构建 | 第39页 |
| 3.4.2 U2OS细胞FOXM1干扰体系的建立 | 第39-40页 |
| 3.4.4 MEF细胞FOXM1高表达体系建立 | 第40-41页 |
| 3.5 讨论 | 第41-43页 |
| 第4章 FOXM1有助于U2OS细胞抵抗UV诱导的氧化应激 | 第43-49页 |
| 4.1 前言 | 第43页 |
| 4.2 实验材料 | 第43-45页 |
| 4.3 实验方法 | 第45页 |
| 4.3.1 实时荧光定量PCR | 第45页 |
| 4.4 实验结果 | 第45-47页 |
| 4.4.1 FOXM1与氧化应激过程关联性的研究 | 第45-46页 |
| 4.4.2 在U2OS中干扰FOXM1后对DNA损伤修复进程的影响 | 第46-47页 |
| 4.4.3 在U2OS细胞中干扰FOXM1表达对DNA损伤修复相关基因的影响 | 第47页 |
| 4.5 讨论 | 第47-49页 |
| 总结与展望 | 第49-51页 |
| 参考文献 | 第51-58页 |
| 附录A 攻读硕士学位期间发表的论文目录 | 第58-59页 |
| 附录B FOXM1对氧化应激过程中P53表达水平的影响 | 第59-63页 |
| 附录C 常用缓冲液和试剂配方 | 第63-64页 |
| 致谢 | 第64页 |
