| 摘要 | 第6-7页 |
| abstract | 第7-8页 |
| 英文缩略表 | 第12-13页 |
| 第一章 文献综述 | 第13-23页 |
| 1.1 外泌体概述 | 第13-16页 |
| 1.1.1 外泌体的生成 | 第13页 |
| 1.1.2 外泌体的组成 | 第13-14页 |
| 1.1.3 外泌体与RNA病毒感染 | 第14-16页 |
| 1.2 MicroRNA概述 | 第16-22页 |
| 1.2.1 microRNA的起源与加工成熟 | 第17-18页 |
| 1.2.2 microRNA的调控机理 | 第18页 |
| 1.2.3 microRNA与病毒感染 | 第18-22页 |
| 1.3 外泌体转运microRNA | 第22-23页 |
| 第二章 NDV感染的hela细胞来源外泌体的提取 | 第23-31页 |
| 2.1 材料 | 第23-25页 |
| 2.1.1 毒株和细胞 | 第23页 |
| 2.1.2 抗体和主要试剂 | 第23页 |
| 2.1.3 主要仪器 | 第23-24页 |
| 2.1.4 主要溶液的配制 | 第24-25页 |
| 2.2 实验方法 | 第25-27页 |
| 2.2.1 病毒感染及收集细胞上清 | 第25页 |
| 2.2.2 超速离心提取外泌体 | 第25页 |
| 2.2.3 透射电子显微镜观察外泌体形态 | 第25-26页 |
| 2.2.4 Western blot检测外泌体表面蛋白CD63的表达 | 第26页 |
| 2.2.5 NTA检测hela细胞外泌体粒径及浓度 | 第26页 |
| 2.2.6 结晶紫检测病毒噬斑 | 第26-27页 |
| 2.3 实验结果 | 第27-29页 |
| 2.3.1 电镜观察hela细胞来源的外泌体形态 | 第27页 |
| 2.3.2 WB检测hela细胞来源的外泌体表面标志蛋白CD63 | 第27-28页 |
| 2.3.3 NTA检测hela细胞来源的外泌体大小与分布 | 第28页 |
| 2.3.4 结晶紫染色法观察Hela细胞外泌体孵育细胞对病毒感染的影响 | 第28-29页 |
| 2.4 讨论 | 第29-31页 |
| 第三章 NDV感染对外泌体中microRNA表达的影响 | 第31-36页 |
| 3.1 材料 | 第31-32页 |
| 3.1.1 毒株和细胞 | 第31页 |
| 3.1.2 主要试剂及耗材 | 第31页 |
| 3.1.3 主要仪器 | 第31-32页 |
| 3.2 实验方法 | 第32-33页 |
| 3.2.1 病毒感染及收集细胞上清 | 第32页 |
| 3.2.2 外泌体RNA的提取 | 第32页 |
| 3.2.3 标记外泌体microRNA | 第32页 |
| 3.2.4 microRNA芯片分析外泌体microRNA | 第32-33页 |
| 3.2.5 数据统计分析 | 第33页 |
| 3.3 实验结果 | 第33页 |
| 3.3.1 NDV感染引起众多外泌体microRNA表达发生改变 | 第33页 |
| 3.3.2 NDV感染引起众多microRNA表达显著上调或下调 | 第33页 |
| 3.4 讨论 | 第33-36页 |
| 第四章 靶向IFN-β分子的microRNA筛选 | 第36-47页 |
| 4.1 材料 | 第36-37页 |
| 4.1.1 毒株和细胞 | 第36页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第36-37页 |
| 4.1.3 主要仪器 | 第37页 |
| 4.2 实验方法 | 第37-41页 |
| 4.2.1 细胞转染 | 第37页 |
| 4.2.2 poly(I:C)刺激细胞 | 第37页 |
| 4.2.3 病毒感染 | 第37页 |
| 4.2.4 收集细胞上清 | 第37-38页 |
| 4.2.5 总RNA的提取 | 第38页 |
| 4.2.6 RT-qPCR检测IFN-β和ISGs mRNA | 第38-39页 |
| 4.2.7 ELISA检测IFN-β蛋白水平 | 第39页 |
| 4.2.8 RT-qPCR检测microRNA表达水平 | 第39-40页 |
| 4.2.9 生物信息学软件预测候选microRNA与IFN-β 3’UTR结合位点 | 第40页 |
| 4.2.10 荧光素酶报告基因验证候选microRNA与IFN-β3’UTR结合位点 | 第40-41页 |
| 4.2.11 数据统计分析 | 第41页 |
| 4.3 实验结果 | 第41-45页 |
| 4.3.1 microRNA过表达导致IFN-β mRNA水平下降 | 第41-42页 |
| 4.3.2 microRNA过表达导致IFN-β蛋白含量下降 | 第42页 |
| 4.3.3 microRNAs经NDV感染后表达发生变化 | 第42-43页 |
| 4.3.4 microRNA过表达导致ISGs mRNA水平下降 | 第43-44页 |
| 4.3.5 生物信息学软件预测候选microRNA与IFN-β3’UTR结合位点 | 第44-45页 |
| 4.3.6 荧光素酶报告基因验证候选microRNA与IFN-β3’UTR结合位点 | 第45页 |
| 4.4 讨论 | 第45-47页 |
| 第五章 外泌体中microRNA对于NDV复制的影响 | 第47-53页 |
| 5.1 材料 | 第48-49页 |
| 5.1.1 毒株和细胞 | 第48页 |
| 5.1.2 抗体和主要试剂 | 第48页 |
| 5.1.3 主要仪器 | 第48-49页 |
| 5.2 实验方法 | 第49-50页 |
| 5.2.1 细胞总RNA的提取 | 第49页 |
| 5.2.2 RT-qPCR检测NDV NP mRNA水平 | 第49页 |
| 5.2.3 WB检测NDV NP蛋白水平 | 第49页 |
| 5.2.4 制备载microRNA脂质体 | 第49页 |
| 5.2.5 结晶紫染色法观察DF-1经NDV感染后形成的噬斑 | 第49-50页 |
| 5.2.6 数据分析 | 第50页 |
| 5.3 实验结果 | 第50-52页 |
| 5.3.1 microRNAs影响NDV NP mRNA的水平 | 第50页 |
| 5.3.2 microRNAs影响NDV NP蛋白的水平 | 第50-51页 |
| 5.3.3 microRNAs提高邻近细胞对NDV感染的敏感性 | 第51-52页 |
| 5.4 讨论 | 第52-53页 |
| 第六章 全文结论 | 第53-54页 |
| 参考文献 | 第54-65页 |
| 致谢 | 第65-66页 |
| 作者简历 | 第66页 |
