| 摘要 | 第4-6页 |
| ABSTRACT | 第6-8页 |
| 主要缩写词表 | 第9-10页 |
| 目录 | 第10-13页 |
| 第一章 文献综述 | 第13-27页 |
| 1.1 香蕉枯萎病的概况及其发病机制 | 第13-19页 |
| 1.1.1 香蕉枯萎病与尖孢镰刀菌古巴专化型 | 第13-14页 |
| 1.1.2 香蕉枯萎病的发病症状及其病原菌的侵染循环 | 第14-16页 |
| 1.1.3 香蕉枯萎病菌的致病机制研究现状 | 第16-19页 |
| 1.2 活性氧在植物—病原物相互作用过程中的作用 | 第19-22页 |
| 1.2.1 植物-病原真菌的相互作用及活性氧的类型 | 第19页 |
| 1.2.2 活性氧在植物抗病性反应中的作用 | 第19-21页 |
| 1.2.3 植物-病原物互作过程中寄主体内ROS的清除 | 第21-22页 |
| 1.3 过氧化氢酶在病原性真菌中的相关研究进展 | 第22-24页 |
| 1.3.1 过氧化氢酶的结构和功能 | 第22-23页 |
| 1.3.2 真菌过氧化氢酶的研究现状 | 第23-24页 |
| 1.4 真菌抗外源氧化胁迫相关转录调控因子的研究进展 | 第24-26页 |
| 1.4.1 真菌中的ATF1转录因子 | 第25页 |
| 1.4.2 真菌中的AP1转录因子 | 第25-26页 |
| 1.5 PEG-CaCl_2转化方法在丝状真菌基因功能研究中的应用 | 第26-27页 |
| 第二章 材料与方法 | 第27-51页 |
| 2.1 实验使用的菌株、质粒、试剂和培养基等材料 | 第27-30页 |
| 2.2 尖孢镰刀菌古巴专化型Fusarium oxysporum f.sp.Cubense4号生理小种(Foc4)的基因组的生物信息学分析 | 第30-32页 |
| 2.3 CTAB法提取Foc4基因组DNA | 第32-33页 |
| 2.4 北京天根RNAprep pure总RNA提取试剂盒提取Foc4总RNA | 第33-34页 |
| 2.5 目的基因的反转录及cDNA的PCR扩增方法 | 第34-35页 |
| 2.6 目的基因的克隆及基因敲除载体的构建 | 第35-38页 |
| 2.7 尖孢镰刀菌古巴专化型4号生理小种的原生质体转化 | 第38-39页 |
| 2.8 转化子的检测 | 第39-42页 |
| 2.9 Foc4突变体对香蕉苗致病性的测定 | 第42-44页 |
| 2.10 香蕉苗根部ROS的检测 | 第44-49页 |
| 2.11 Foc4野生型B2菌株及目的基因缺失突变体的Catalase活性检测 | 第49页 |
| 2.12 qRT-PCR(相对定量)方法 | 第49-51页 |
| 第三章 Catalase在尖孢镰刀菌古巴转化型4号生理小种致病中的作用分析 | 第51-75页 |
| 3.1 实验室用的菌株、质粒、试剂和培养条件及相关实验方法 | 第51页 |
| 3.2 Foc4 Catalase基因的生物信息学分析鉴定及克隆 | 第51-59页 |
| 3.2.1 5个Catalase基因的生物信息学分析与鉴定 | 第51-55页 |
| 3.2.2 5个Catalase基因的cDNA克隆 | 第55-59页 |
| 3.3 qRT-PCR(相对定量)分析Foc4 Catalase基因的表达模式 | 第59-61页 |
| 3.3.1 外源H_2O_2对Catalase表达模式的影响 | 第59-60页 |
| 3.3.2 香蕉苗诱导对Catalase表达模式的影响 | 第60-61页 |
| 3.4 CatalaseP2基因敲除 | 第61-71页 |
| 3.4.1 CatalaseP2基因敲除载体的构建 | 第61-65页 |
| 3.4.2 CatalaseP2基因缺失突变体的获得 | 第65-67页 |
| 3.4.3 CatalaseP2基因缺失突变体的表型观察 | 第67-68页 |
| 3.4.4 CatalaseP2基因缺失突变体对外源H_2O_2的敏感性分析 | 第68-69页 |
| 3.4.5 CatalaseP2基因缺失突变体对香蕉苗的致病力检测 | 第69-71页 |
| 3.5 讨论 | 第71-75页 |
| 第四章 尖孢镰刀菌古巴转化型4号生理小种Foatf1转录因子的克隆及功能分析 | 第75-114页 |
| 4.1 菌株的培养条件、实验使用的质粒和试剂 | 第75页 |
| 4.2 尖孢镰刀菌古巴转化型4号生理小种Foatf1转录因子的筛选鉴定、克隆及生物信息学分析 | 第75-82页 |
| 4.2.1 Foatf1转录因子的筛选、克隆及基因结构分析 | 第75-79页 |
| 4.2.2 Foatf1转录因子的生物信息学分析与鉴定 | 第79-82页 |
| 4.3 Foatf1转录因子基因缺失突变体转化子的获得 | 第82-84页 |
| 4.3.1 Foatf1基因敲除载体的构建 | 第82-83页 |
| 4.3.2 原生质体转化及转化子的PCR和southern检测 | 第83-84页 |
| 4.4 Foatf1基因缺失突变体互补菌株的获得 | 第84-87页 |
| 4.5 Foatf1基因缺失突变体的表型观察 | 第87-93页 |
| 4.5.1 Foatf1基因缺失突变体在PDA培养基上的生长曲线测定 | 第87-88页 |
| 4.5.2 Foatf1基因缺失突变体的菌落特征,菌丝及孢子观察 | 第88-89页 |
| 4.5.3 △Foatf1-1液体培养物观察及液体培养物中的产孢量分析 | 第89-92页 |
| 4.5.4 △Foatf1-1在固体平板上的产孢量测定 | 第92-93页 |
| 4.6 Foaft1基因缺失突变体的致病力检测 | 第93-97页 |
| 4.7 Foatf1基因缺失突变体对环境胁迫的敏感性分析 | 第97-101页 |
| 4.7.1 Foatf1基因缺失突变体对外源氧化胁迫的敏感性分析 | 第97页 |
| 4.7.2 液体培养基中,△Foatf1-1在外源氧化胁迫存在下的孢子萌发率的测定 | 第97-99页 |
| 4.7.3 Foatf1基因缺失突变体对渗透胁迫的敏感性分析 | 第99-101页 |
| 4.8 ROS分析 | 第101-106页 |
| 4.9 Foatf1的缺失突变体细胞内部ROS的平衡并没有被破坏 | 第106-107页 |
| 4.10 qRT-PCR分析△Foatf1-1中Catalases在RNA水平的表达活性 | 第107页 |
| 4.11 △Foatf1-1突变体过氧化氢酶(Catalase)的活性测定 | 第107-109页 |
| 4.12 病原菌入侵香蕉苗过程中,Foatf1的表达被激活 | 第109页 |
| 4.13 讨论 | 第109-114页 |
| 第五章 尖孢镰刀菌古巴转化型4号生理小种Foap1转录因子的克隆及功能分析 | 第114-137页 |
| 5.1 实验使用的质粒、试剂和菌株的培养条件 | 第114页 |
| 5.2 尖孢镰刀菌古巴转化型4号生理小种Foap1转录因子的筛选鉴定、克隆及生物信息学分析 | 第114-134页 |
| 5.2.1 Foap1转录因子的筛选及其基因组序列测定 | 第114-115页 |
| 5.2.2 Foap1转录因子的生物信息学分析 | 第115-120页 |
| 5.2.3 Foap1转录因子基因敲除载体的构建 | 第120-121页 |
| 5.2.4 Foap1转录因子基因缺失突变体的获得及检测 | 第121-123页 |
| 5.2.5 Foap1转录因子基因缺失突变体的表型观察 | 第123-125页 |
| 5.2.6 Foap1转录因子基因缺失突变体产孢量及液体培养物干重检测 | 第125-127页 |
| 5.2.7 Foap1转录因子基因缺失突变体对氧化胁迫不敏感 | 第127页 |
| 5.2.8 突变菌株△Foap1的致病性检测 | 第127-129页 |
| 5.2.9 Foap1转录因子调控下游基因的表达情况 | 第129-134页 |
| 5.3 讨论 | 第134-137页 |
| 致谢 | 第137-138页 |
| 参考文献 | 第138-149页 |
| 博士期间发表的论文 | 第149页 |
