| 摘要 | 第8-11页 |
| Abstract | 第11-13页 |
| 缩略语表 (Abbreviation) | 第14-16页 |
| 第一章 文献综述 | 第16-33页 |
| 1.1 NNV的研究历史 | 第16-17页 |
| 1.2 NNV的命名、分类和分布 | 第17-23页 |
| 1.3 NNV的基因组结构特征 | 第23-25页 |
| 1.4 NNV编码的蛋白与主要功能 | 第25-26页 |
| 1.4.1 RNA聚合酶 | 第25页 |
| 1.4.2 B1蛋白 | 第25页 |
| 1.4.3 B2蛋白 | 第25-26页 |
| 1.4.4 衣壳蛋白 | 第26页 |
| 1.5 NNV的检测、流行病学和感染模式的建立 | 第26-28页 |
| 1.6 高通量测序技术在水产动物病毒研究中的应用 | 第28-32页 |
| 1.6.1 转录组测序技术 | 第28-29页 |
| 1.6.2 小RNA深度测序技术 | 第29-32页 |
| 1.7 研究目的与意义 | 第32-33页 |
| 第二章 RGNNV感染GF-1 细胞的microRNA表达谱研究 | 第33-61页 |
| 2.1 材料与方法 | 第34-45页 |
| 2.1.1 病毒与细胞 | 第34页 |
| 2.1.2 主要试剂及仪器 | 第34页 |
| 2.1.3 主要试剂的配制 | 第34-35页 |
| 2.1.4 GF-1 细胞的培养 | 第35页 |
| 2.1.5 细胞样品的收集 | 第35-36页 |
| 2.1.6 总RNA提取 | 第36页 |
| 2.1.7 总RNA样品质量检测 | 第36页 |
| 2.1.8 solexa高通量测序 | 第36-38页 |
| 2.1.9 测序数据处理与分析 | 第38-40页 |
| 2.1.10 qRT-PCR验证差异表达miRNA | 第40-42页 |
| 2.1.11 RT-PCR和qRT-PCR检测novel miRNA | 第42页 |
| 2.1.12 miRNA mimic转染 | 第42-43页 |
| 2.1.13 病毒基因的qRT-PCR检测 | 第43-44页 |
| 2.1.14 病毒基因的Western blot检测 | 第44页 |
| 2.1.15 统计学方法 | 第44-45页 |
| 2.2 结果与分析 | 第45-57页 |
| 2.2.1 RNA样品的提取和质量鉴定 | 第45-46页 |
| 2.2.2 测序质量分析与产量统计 | 第46页 |
| 2.2.3 小RNA长度分布 | 第46-47页 |
| 2.2.4 小RNA分类统计 | 第47页 |
| 2.2.5 与斑马鱼基因组比对结果 | 第47-48页 |
| 2.2.6 已知miRNA的鉴定和新miRNA的预测 | 第48-49页 |
| 2.2.7 miRNA家族分析 | 第49页 |
| 2.2.8 miRNA表达量分析 | 第49-50页 |
| 2.2.9 miRNA差异表达分析 | 第50-51页 |
| 2.2.10 RT-PCR和qRT-PCR验证测序结果 | 第51-52页 |
| 2.2.11 miRNA靶基因预测及注释 | 第52-53页 |
| 2.2.12 差异表达miRNA靶基因GO及KEGG富集分析 | 第53-55页 |
| 2.2.13 参与宿主免疫调控的miRNA潜在靶基因分析 | 第55页 |
| 2.2.14 转染miRNA mimic对RGNNV复制影响的初步研究 | 第55-57页 |
| 2.3 讨论 | 第57-60页 |
| 2.4 小结 | 第60-61页 |
| 第三章 RGNNV感染GF-1 细胞的转录组研究 | 第61-84页 |
| 3.1 材料与方法 | 第61-68页 |
| 3.1.1 病毒与细胞 | 第61页 |
| 3.1.2 主要试剂及仪器 | 第61页 |
| 3.1.3 主要试剂的配制 | 第61-62页 |
| 3.1.4 GF-1 细胞的培养 | 第62页 |
| 3.1.5 细胞样品的收集 | 第62页 |
| 3.1.6 总RNA提取 | 第62页 |
| 3.1.7 总RNA样品质量检测 | 第62页 |
| 3.1.8 solexa高通量测序 | 第62-63页 |
| 3.1.9 测序数据处理与分析 | 第63-67页 |
| 3.1.10 Caspase-3，-8，-9 活性检测 | 第67-68页 |
| 3.1.11 统计学方法 | 第68页 |
| 3.2 结果与分析 | 第68-81页 |
| 3.2.1 RNA样品质量检测 | 第68页 |
| 3.2.2 测序产量统计与质量分析 | 第68页 |
| 3.2.3 转录组测序文库质量评估 | 第68-70页 |
| 3.2.4 De novo序列组装结果 | 第70-72页 |
| 3.2.5 Unigene功能注释 | 第72-75页 |
| 3.2.6 Unigene表达量分析 | 第75页 |
| 3.2.7 差异表达基因 (DEG) 筛选 | 第75页 |
| 3.2.8 差异表达基因 (DEG) 功能注释 | 第75-79页 |
| 3.2.9 凋亡通路相关的unigene分析以及qRT-PCR验证 | 第79-80页 |
| 3.2.10 Caspase-3，-8，-9 活性检测 | 第80-81页 |
| 3.3 讨论 | 第81-83页 |
| 3.4 小结 | 第83-84页 |
| 第四章 RGNNV感染SSN-1 细胞的转录组研究 | 第84-108页 |
| 4.1 材料与方法 | 第84-90页 |
| 4.1.1 病毒与细胞 | 第84页 |
| 4.1.2 主要试剂及仪器 | 第84页 |
| 4.1.3 主要试剂的配制 | 第84-85页 |
| 4.1.4 SSN-1 细胞的培养 | 第85页 |
| 4.1.5 细胞样品的收集 | 第85页 |
| 4.1.6 总RNA提取 | 第85页 |
| 4.1.7 总RNA样品质量检测 | 第85页 |
| 4.1.8 solexa高通量测序 | 第85-86页 |
| 4.1.9 测序数据处理与分析 | 第86-87页 |
| 4.1.10 SSN-EndoG序列特征和进化分析 | 第87-88页 |
| 4.1.11 SSN-EndoG的克隆、重组质粒的构建及转染 | 第88-89页 |
| 4.1.12 RGNNV感染或过表达EndoG诱导SSN-1 细胞凋亡的观察 | 第89页 |
| 4.1.13 免疫荧光检测EndoG在SSN-1 细胞中的表达 | 第89-90页 |
| 4.1.14 统计学方法 | 第90页 |
| 4.2 结果与分析 | 第90-105页 |
| 4.2.1 RNA样品质量检测 | 第90-91页 |
| 4.2.2 测序产量统计与质量分析 | 第91页 |
| 4.2.3 De novo序列组装结果 | 第91-93页 |
| 4.2.4 Unigene功能注释 | 第93-95页 |
| 4.2.5 差异表达基因 (DEG) 筛选 | 第95-96页 |
| 4.2.6 差异表达基因的GO功能分类 | 第96页 |
| 4.2.7 差异表达基因的KEGG通路分析 | 第96-98页 |
| 4.2.8 与凋亡通路有关的差异表达基因分析及qRT-PCR验证 | 第98-100页 |
| 4.2.9 SSN-EndoG的序列分析 | 第100页 |
| 4.2.10 RGNNV感染或过表达EndoG可以诱导SSN-1 细胞的凋亡 | 第100-104页 |
| 4.2.11 RGNNV感染可以诱导SSN-1 细胞中EndoG的大量表达 | 第104-105页 |
| 4.3 讨论 | 第105-106页 |
| 4.4 小结 | 第106-108页 |
| 第五章 RGNNV感染GF-1 和SSN-1 细胞的转录组比较研究 | 第108-122页 |
| 5.1 材料与方法 | 第108页 |
| 5.2 结果与分析 | 第108-115页 |
| 5.2.1 GF-1 和SSN-1 细胞转录组测序组装结果比较 | 第108-109页 |
| 5.2.2 GF-1 和SSN-1 细胞转录组unigene注释及功能富集比较 | 第109-110页 |
| 5.2.3 RGNNV感染前后GF-1 和SSN-1 细胞的DEG比较 | 第110-114页 |
| 5.2.4 RGNNV感染GF-1 和SSN-1 细胞凋亡途径相关的unigene比较 | 第114-115页 |
| 5.3 讨论 | 第115-119页 |
| 5.3.1 斜带石斑鱼GF-1 细胞和纹月鳢SSN-1 细胞unigene的同源物种分析 | 第115-116页 |
| 5.3.2 已有 NNV 感染相关的转录组测序比较 | 第116-118页 |
| 5.3.3 RGNNV诱导GF-1 和SSN-1 细胞凋亡途径的比较 | 第118-119页 |
| 5.4 小结 | 第119-122页 |
| 第六章 鳜脑细胞CPB及鳜对RGNNV敏感性的研究 | 第122-134页 |
| 6.1 材料与方法 | 第122-126页 |
| 6.1.1 实验材料 | 第122页 |
| 6.1.2 主要试剂及仪器 | 第122页 |
| 6.1.3 主要试剂的配制 | 第122-123页 |
| 6.1.4 CPB细胞的培养 | 第123页 |
| 6.1.5 RGNNV的分离 | 第123页 |
| 6.1.6 RT-PCR检测RGNNV | 第123-124页 |
| 6.1.7 RGNNV感染CPB细胞的形态学观察和RT-PCR验证 | 第124页 |
| 6.1.8 qRT-PCR检测RGNNV在CPB细胞上的增殖 | 第124页 |
| 6.1.9 RGNNV诱导CPB细胞凋亡的检测 | 第124-125页 |
| 6.1.10 眼球注射检测鳜对RGNNV的敏感性 | 第125-126页 |
| 6.2 结果与分析 | 第126-131页 |
| 6.2.1 石斑鱼病料RGNNV检测 | 第126-127页 |
| 6.2.2 CPB细胞对RGNNV敏感 | 第127-129页 |
| 6.2.3 RGNNV感染可以诱导CPB细胞的凋亡 | 第129页 |
| 6.2.4 RGNNV可以感染鳜脑组织并造成鳜游泳异常 | 第129-130页 |
| 6.2.5 H&E染色可见鳜脑组织的空泡化 | 第130页 |
| 6.2.6 电镜观察可见鳜脑组织中的RGNNV病毒粒子 | 第130-131页 |
| 6.3 讨论 | 第131-133页 |
| 6.4 小结 | 第133-134页 |
| 全文总结 | 第134-136页 |
| 参考文献 | 第136-157页 |
| 附录 | 第157-211页 |
| 附录1 斜带石斑鱼GF-1 细胞已知miRNA统计 | 第157-167页 |
| 附录2 斜带石斑鱼GF-1 细胞新预测miRNA统计 | 第167-168页 |
| 附录3 斜带石斑鱼GF-1 和GS细胞中鉴定到的已知miRNA比较 | 第168-180页 |
| 附录4 比较斜带石斑鱼和其它代表性动物的miRNA种类 | 第180-183页 |
| 附录5 RGNNV感染后 3 h GF-1 细胞中的差异表达miRNA | 第183-185页 |
| 附录6 RGNNV感染后 24 h GF-1 细胞中的差异表达miRNA | 第185-186页 |
| 附录7 免疫相关KEGG通路的斜带石斑鱼miRNA靶基因分析 | 第186-191页 |
| 附录8 SSN-1 转录组KEGG通路列表 | 第191-199页 |
| 附录9 RGNNV感染SSN-1 细胞后DEG的KEGG通路 | 第199-211页 |
| 博士期间发表的论文 | 第211-212页 |
| 致谢 | 第212-214页 |
