| 缩略语表 | 第8-14页 |
| 中文摘要 | 第14-20页 |
| 英文摘要 | 第20-25页 |
| 前言 | 第26-28页 |
| 文献回顾 | 第28-58页 |
| 第一部分 DDX50在DENV-2复制中的作用机制研究 | 第58-84页 |
| 1 实验材料与仪器 | 第58-61页 |
| 1.1 质粒、细胞株及病毒株 | 第58-59页 |
| 1.2 主要试剂 | 第59-60页 |
| 1.3 主要仪器 | 第60-61页 |
| 2 实验方法 | 第61-70页 |
| 2.1 细胞的培养 | 第61页 |
| 2.2 siRNA序列设计及合成 | 第61页 |
| 2.3 实时定量PCR引物设计及合成 | 第61-62页 |
| 2.4 质粒及siRNA的转染 | 第62-63页 |
| 2.4.1 质粒转染 | 第62-63页 |
| 2.4.2 siRNA转染 | 第63页 |
| 2.5 病毒的扩增和浓缩 | 第63页 |
| 2.6 病毒空斑形成单位（plaque forming unit, PFU）的测定及病毒感染 | 第63-64页 |
| 2.6.1 PFU的测定 | 第63-64页 |
| 2.6.2 病毒感染 | 第64页 |
| 2.7 慢病毒的制备 | 第64-65页 |
| 2.8 慢病毒滴度的测定及感染 | 第65-66页 |
| 2.8.1 慢病毒滴度测定 | 第65-66页 |
| 2.8.2 慢病毒感染 | 第66页 |
| 2.9 总RNA的提取 | 第66-67页 |
| 2.10 RNA的反转录及实时定量PCR | 第67-68页 |
| 2.11 Western Blot | 第68-69页 |
| 2.12 荧光素酶活性检测 | 第69页 |
| 2.13 免疫荧光及共聚焦显微镜观察 | 第69-70页 |
| 2.14 数据分析 | 第70页 |
| 3 实验结果 | 第70-79页 |
| 3.1 在DENV-2感染早期DDX50抑制病毒复制 | 第70-73页 |
| 3.1.1 DDX50的表达水平随着病毒感染时间的延长而增加 | 第70页 |
| 3.1.2 沉默DDX50后促进DENV-2复制 | 第70-71页 |
| 3.1.3 DDX50过表达后抑制DENV-2复制 | 第71-73页 |
| 3.2 DDX50通过上调IFN-β的表达抑制DENV-2复制 | 第73-75页 |
| 3.2.1 在病毒感染早期，IFN-βmRNA的表达水平与DDX50的表达水平呈正相关 | 第73页 |
| 3.2.2 DDX50上调IFN-β的表达 | 第73-75页 |
| 3.3 DDX50和RIG-I或者MDA5对IFN-β启动子活性诱导具有协同效应 | 第75-78页 |
| 3.3.1 DDX50和RIG-I对IFN-β启动子活性诱导具有协同效应 | 第75页 |
| 3.3.2 DDX50和MDA5对IFN-β启动子活性诱导具有协同效应 | 第75-76页 |
| 3.3.3 DENV-2感染不能诱导DDX50出核 | 第76-78页 |
| 3.4 过表达DDX50后感染DENV-2诱导ISG的表达上调 | 第78-79页 |
| 3.4.1 过表达DDX50后感染DENV-2诱导ISRE启动子水平上调 | 第78页 |
| 3.4.2 过表达DDX50后感染DENV-2诱导一些ISG表达上调 | 第78-79页 |
| 4 讨论 | 第79-84页 |
| 第二部分 DDX17在DENV-2复制中的作用机制研究 | 第84-103页 |
| 1 实验材料与仪器 | 第84-85页 |
| 1.1 质粒、细胞株及病毒株 | 第84页 |
| 1.2 主要试剂 | 第84-85页 |
| 1.3 主要仪器 | 第85页 |
| 2 实验方法 | 第85-89页 |
| 2.1 细胞的培养 | 第85页 |
| 2.2 siRNA序列设计及合成 | 第85页 |
| 2.3 实时定量PCR引物设计及合成 | 第85-86页 |
| 2.4 质粒及siRNA的转染 | 第86页 |
| 2.4.1 质粒转染 | 第86页 |
| 2.4.2 siRNA转染 | 第86页 |
| 2.5 病毒的扩增和浓缩 | 第86页 |
| 2.6 病毒PFU的测定及感染 | 第86页 |
| 2.6.1 PFU的测定 | 第86页 |
| 2.6.2 病毒感染 | 第86页 |
| 2.7 总RNA的提取 | 第86页 |
| 2.8 RNA的反转录及实时定量PCR | 第86页 |
| 2.9 Western Blot | 第86页 |
| 2.10 荧光素酶活性检测 | 第86页 |
| 2.11 免疫荧光及共聚焦显微镜观察 | 第86-87页 |
| 2.12 RNA沉淀实验（RNA Immunoprecipitation,RIP） | 第87-88页 |
| 2.13 免疫共沉淀实验（Co-immunoprecipitation,Co-IP） | 第88-89页 |
| 2.14 数据分析 | 第89页 |
| 3 实验结果 | 第89-99页 |
| 3.1 在DENV-2感染早期DDX17促进病毒复制 | 第89-91页 |
| 3.1.1 DDX17沉默后抑制DENV-2复制 | 第89-90页 |
| 3.1.2 DDX17过表达后促进DENV-2复制 | 第90-91页 |
| 3.2 DDX17抑制IFN-β的表达 | 第91-93页 |
| 3.3 DDX17与DENV-2RNA相互作用 | 第93-94页 |
| 3.3.1 DDX17与DENV-2RNA存在共定位 | 第93页 |
| 3.3.2 DDX17结合DENV-2RNA | 第93-94页 |
| 3.4 DDX17和G3BP1相互作用并促进DENV-2复制 | 第94-99页 |
| 3.4.1 DDX17与G3BP1存在相互作用 | 第94-95页 |
| 3.4.2 DENV-2dsRNA、DDX17和G3BP1存在共定位 | 第95-97页 |
| 3.4.3 HEK 293T细胞感染DENV-2后不形成SG | 第97-99页 |
| 3.4.4 DDX17和G3BP1共转染促进DENV-2复制 | 第99页 |
| 4 讨论 | 第99-103页 |
| 第三部分 PC在DENV-2复制中的作用机制研究 | 第103-135页 |
| 1 实验材料与仪器 | 第103-104页 |
| 1.1 质粒、细胞株及病毒株 | 第103页 |
| 1.2 主要试剂 | 第103-104页 |
| 1.3 主要仪器 | 第104页 |
| 2 实验方法 | 第104-107页 |
| 2.1 细胞的培养 | 第104页 |
| 2.2 实时定量PCR引物设计及合成 | 第104-105页 |
| 2.3 质粒转染 | 第105页 |
| 2.4 病毒的扩增和浓缩 | 第105页 |
| 2.5 病毒PFU的测定及病毒感染 | 第105页 |
| 2.5.1 PFU的测定 | 第105页 |
| 2.5.2 病毒感染 | 第105页 |
| 2.6 总RNA的提取 | 第105页 |
| 2.7 RNA的反转录及实时定量PCR | 第105页 |
| 2.8 Western Blot | 第105页 |
| 2.9 荧光素酶活性检测 | 第105页 |
| 2.10 免疫荧光及共聚焦显微镜观察 | 第105页 |
| 2.11 免疫共沉淀实验（Co-immunoprecipitation,Co-IP） | 第105-106页 |
| 2.12 亲和层析纯化实验 | 第106页 |
| 2.13 线粒体染色 | 第106-107页 |
| 2.14 数据分析 | 第107页 |
| 3 实验结果 | 第107-131页 |
| 3.1 质谱鉴定结果 | 第107-117页 |
| 3.1.1 亲和层析纯化后SDS-PAGE检测结果 | 第107-108页 |
| 3.1.2 质谱检测及结果分析 | 第108-117页 |
| 3.2 PC和NS3相互作用鉴定 | 第117-121页 |
| 3.2.1 PC与NS3共定位结果 | 第117-120页 |
| 3.2.2 PC和NS3相互作用验证 | 第120页 |
| 3.2.3 PC截短体和NS3相互作用验证 | 第120-121页 |
| 3.3 PC在不同细胞系中对DENV-2复制的影响不同 | 第121-123页 |
| 3.4 PC在不同细胞系中对IFN-β表达的影响不同 | 第123-124页 |
| 3.5 PC和NS3在线粒体上共定位结果 | 第124-127页 |
| 3.6 DENV-2感染对线粒体形态的影响 | 第127-131页 |
| 4 讨论 | 第131-135页 |
| 小结 | 第135-136页 |
| 参考文献 | 第136-151页 |
| 个人简历和研究成果 | 第151-153页 |
| 致谢 | 第153-154页 |
