| 致谢 | 第6-13页 |
| 缩略词 | 第13-17页 |
| 摘要 | 第17-19页 |
| Abstract | 第19-21页 |
| 前言 | 第22-24页 |
| 1 文献综述：十字花科植物花粉壁发育研究进展 | 第24-42页 |
| 1.1 植物花粉与花粉囊壁发育概述 | 第24-25页 |
| 1.1.1 花粉发育 | 第24-25页 |
| 1.1.2 花粉囊壁发育 | 第25页 |
| 1.2 花粉壁发育 | 第25-32页 |
| 1.2.1 成熟花粉壁的结构和组成成分 | 第25页 |
| 1.2.2 花粉外壁发育 | 第25-29页 |
| 1.2.2.1 花粉外壁的生物学功能 | 第25页 |
| 1.2.2.2 花粉外壁发育过程 | 第25-26页 |
| 1.2.2.3 绒粘层功能的行使与外壁发育 | 第26页 |
| 1.2.2.4 原外壁和细胞质膜的波浪状结构与外壁发育 | 第26-27页 |
| 1.2.2.5 胼胝质壁合成与外壁发育 | 第27页 |
| 1.2.2.6 孢粉素的合成与外壁发育 | 第27-29页 |
| 1.2.3 花粉内壁发育 | 第29-30页 |
| 1.2.3.1 花粉内壁发育过程 | 第29页 |
| 1.2.3.2 花粉内壁的生物学功能 | 第29页 |
| 1.2.3.3 多糖代谢与花粉内壁发育 | 第29-30页 |
| 1.2.3.4 花粉内壁发育相关的其他基因和蛋白 | 第30页 |
| 1.2.4 花粉管萌发与生长 | 第30-32页 |
| 1.2.4.1 花粉萌发和花粉管生长过程中的Ca~(2+)信号 | 第31页 |
| 1.2.4.2 花粉管细胞骨架 | 第31页 |
| 1.2.4.3 小GTPases和花粉管生长 | 第31-32页 |
| 1.2.4.4 花粉管引导 | 第32页 |
| 1.3 花粉壁发育相关的基因家族 | 第32-34页 |
| 1.3.1 花粉转录组 | 第32页 |
| 1.3.2 花粉壁合成相关的基因家族 | 第32-34页 |
| 1.3.2.1 细胞壁AGP基因家族 | 第33页 |
| 1.3.2.2 细胞壁修饰相关基因家族 | 第33-34页 |
| 1.4 阿拉伯半乳糖蛋白基因家族在被子植物中的研究进展 | 第34-38页 |
| 1.4.1 AGP的分子结构与分类 | 第35页 |
| 1.4.2 AGPs与植物营养生长 | 第35-36页 |
| 1.4.3 AGPs与植物生殖发育 | 第36-37页 |
| 1.4.3.1 AGPs与花粉及雌配子发育和花粉管生长 | 第36-37页 |
| 1.4.3.2 AGPs与胚胎发育 | 第37页 |
| 1.4.4 AGPs与PCD | 第37页 |
| 1.4.5 AGPs与信号识别和传导 | 第37-38页 |
| 1.5 果胶甲酯酶基因家族在被子植物中的研究进展 | 第38-42页 |
| 1.5.1 PMEs的作用机制 | 第38页 |
| 1.5.2 PMEs的分子结构与分类 | 第38-39页 |
| 1.5.3 PMEs的生物学功能 | 第39-40页 |
| 1.5.4 PMEIs | 第40-42页 |
| 2 白菜花粉特异阿拉伯半乳糖蛋白基因BcMF8的表达分析与功能鉴定 | 第42-68页 |
| 2.1 材料与方法 | 第42-53页 |
| 2.1.1 植物材料与主要试剂 | 第42-43页 |
| 2.1.2 白菜核不育两用系ajhGMS‘Bcajh97-01A/B’的人工授粉 | 第43页 |
| 2.1.3 DNA、总RNA的提取与cDNA的合成 | 第43-44页 |
| 2.1.3.1 CTAB法提取基因组DNA | 第43-44页 |
| 2.1.3.2 Trizol(?)法抽提各植物组织总RNA | 第44页 |
| 2.1.3.3 cDNA的合成 | 第44页 |
| 2.1.4 基因的时空表达分析 | 第44-46页 |
| 2.1.4.1 荧光实时定量PCR(Real-time RT-PCR)分析 | 第44-45页 |
| 2.1.4.2 原位杂交分析 | 第45-46页 |
| 2.1.5 原核表达 | 第46-47页 |
| 2.1.5.1 原核表达载体的构建 | 第46页 |
| 2.1.5.2 pET32a(+)BcMF8质粒转化大肠杆菌Rosetta菌株 | 第46页 |
| 2.1.5.3 BcMF8融合蛋白的SDS-PAGE及Western Blot印迹分析 | 第46-47页 |
| 2.1.5.4 BcMF8融合蛋白的Yariv试剂检测 | 第47页 |
| 2.1.6 亚细胞定位分析 | 第47-48页 |
| 2.1.6.1 BcMF8过表达基因序列的分离 | 第47页 |
| 2.1.6.2 入门载体的构建 | 第47页 |
| 2.1.6.3 LR反应连接Gateway载体 | 第47页 |
| 2.1.6.4 pB7YWG2,0BcMF8质粒转化农杆菌GV3101 | 第47-48页 |
| 2.1.6.5 利用农杆菌介导的烟草体内瞬时表达体系观察BcMF8的亚细胞定位 | 第48页 |
| 2.1.6.6 利用基因枪法介导的洋葱表皮瞬时表达体系分析BcMF8的亚细胞定位 | 第48页 |
| 2.1.7 反义表达载体的构建 | 第48-50页 |
| 2.1.7.1 反义基因片段的分离 | 第48页 |
| 2.1.7.2 反义表达载体的构建 | 第48-49页 |
| 2.1.7.3 pBI35S::BcMF8A质粒直接转化农杆菌LBA4404 | 第49-50页 |
| 2.1.8 反义表达载体对菜心的遗传转化 | 第50-51页 |
| 2.1.8.1 培养基的配制 | 第50页 |
| 2.1.8.2 播种培养 | 第50页 |
| 2.1.8.3 预培养 | 第50页 |
| 2.1.8.4 共培养 | 第50页 |
| 2.1.8.5 分化培养 | 第50页 |
| 2.1.8.6 继代培养及生根培养 | 第50-51页 |
| 2.1.8.7 移栽 | 第51页 |
| 2.1.9 转反义基因植株的分子检测 | 第51-52页 |
| 2.1.9.1 转反义基因植株基因组DNA、总RNA的提取和cDNA的合成 | 第51页 |
| 2.1.9.2 转反义基因植株的PCR检测 | 第51页 |
| 2.1.9.3 转反义基因植株的Southern印迹杂交检测 | 第51-52页 |
| 2.1.9.4 转反义基因植株的Real-time RT-PCR检测 | 第52页 |
| 2.1.10 转反义基因植株的形态学与细胞学观察 | 第52-53页 |
| 2.1.10.1 植株的形态学观察 | 第52页 |
| 2.1.10.2 花粉生活力观察 | 第52-53页 |
| 2.1.10.3 花粉形态扫描电镜和花粉发育透射电镜观察 | 第53页 |
| 2.1.10.4 花粉体外萌发实验 | 第53页 |
| 2.1.10.5 花粉在雌蕊中的生长观察 | 第53页 |
| 2.1.10.6 结籽情况统计 | 第53页 |
| 2.2 结果 | 第53-62页 |
| 2.2.1 BcMF8在花粉、花粉管和早期花粉管生长时期的柱头中表达 | 第53-54页 |
| 2.2.2 BcMF8编码定位于质膜和细胞壁的膜外分泌蛋白 | 第54-57页 |
| 2.2.2.1 成功构建BcMF8原核表达载体 | 第54页 |
| 2.2.2.2 BcMF8编码一个水溶性蛋白 | 第54页 |
| 2.2.2.3 来自原核表达体系的BcMF8融合蛋白不能使Yariv试剂显色 | 第54页 |
| 2.2.2.4 成功构建BcMF8过表达载体 | 第54-56页 |
| 2.2.2.5 BcMF8编码定位于质膜和细胞壁的的膜外分泌蛋白 | 第56-57页 |
| 2.2.3 成功构建反义BcMF8表达载体并导入农杆菌 | 第57-58页 |
| 2.2.4 反义BcMF8表达载体成功导入菜心植株 | 第58-59页 |
| 2.2.4.1 获得反义BcMF8表达载体转化菜心植株 | 第58页 |
| 2.2.4.2 PCR和Southern印迹杂交验证反义BcMF8表达载体成功导入菜心植株 | 第58页 |
| 2.2.4.3 BcMF8在bcmf8的花序中的表达受到抑制 | 第58-59页 |
| 2.2.5 bcmf8的花粉内壁发育和萌发沟形成异常、花粉管生长受阻 | 第59-62页 |
| 2.2.5.1 bcmf8的花粉畸形 | 第59-60页 |
| 2.2.5.2 bcmf8的花粉内壁发育异常、萌发沟数目增加 | 第60-61页 |
| 2.2.5.3 bcmf8的花粉管生长受阻 | 第61-62页 |
| 2.3 讨论 | 第62-68页 |
| 2.3.1 BcMF8是一个在花粉和花粉管中特异表达的授粉后持续表达基因 | 第62-65页 |
| 2.3.2 BcMF8是一个定位于质膜和细胞壁的分泌蛋白 | 第65-66页 |
| 2.3.3 BcMF8通过影响内壁发育而参与花粉形态建成和萌发沟形成 | 第66页 |
| 2.3.4 BcMF8在花粉管萌发过程中发挥重要作用 | 第66-68页 |
| 3 白菜花粉特异阿拉伯半乳糖蛋白基因BcMF18的表达分析与功能鉴定 | 第68-94页 |
| 3.1 材料与方法 | 第68-71页 |
| 3.1.1 植物材料与主要试剂 | 第68页 |
| 3.1.2 白菜核不育两用系ajhGMS'Bcajh97-01A/B'的人工授粉 | 第68-69页 |
| 3.1.3 DNA、总RNA的提取与cDNA的合成 | 第69页 |
| 3.1.4 基因序列的同源克隆 | 第69页 |
| 3.1.5 核苷酸序列分析 | 第69页 |
| 3.1.6 基因的时空表达分析 | 第69页 |
| 3.1.6.1 半定量RT-PCR分析 | 第69页 |
| 3.1.6.2 Real-time RT-PCR分析 | 第69页 |
| 3.1.6.3 原位杂交分析 | 第69页 |
| 3.1.7 原核表达 | 第69-70页 |
| 3.1.8 亚细胞定位分析 | 第70页 |
| 3.1.9 过表达载体对拟南芥的遗传转化 | 第70页 |
| 3.1.10 拟南芥过表达植株的分子检测 | 第70页 |
| 3.1.10.1 拟南芥过表达植株基因组DNA、总RNA的提取和cDNA的合成 | 第70页 |
| 3.1.10.2 PCR检测 | 第70页 |
| 3.1.10.3 Real-time RT-PCR检测 | 第70页 |
| 3.1.11 反义表达载体的构建 | 第70页 |
| 3.1.12 反义表达载体对菜心的遗传转化 | 第70-71页 |
| 3.1.13 转反义基因植株的分子检测 | 第71页 |
| 3.1.14 拟南芥过表达植株和转反义基因植株的形态学与细胞学观察 | 第71页 |
| 3.2 结果 | 第71-89页 |
| 3.2.1 成功获得AtAGP6在白菜中的同源基因的cDNA和DNA全长序列 | 第71-72页 |
| 3.2.2 BcMF18只在‘Bcajh97-01’的可育株系花发育后期的小孢子中特异表达 | 第72-74页 |
| 3.2.3 BcMF18编码定位于质膜和细胞壁的膜外分泌蛋白 | 第74-77页 |
| 3.2.3.1 成功构建BcMF18原核表达载体 | 第74页 |
| 3.2.3.2 BcMF18编码一个水溶性蛋白 | 第74页 |
| 3.2.3.3 来自原核表达体系的BcMF18融合蛋白不能使Yariv试剂显色 | 第74-75页 |
| 3.2.3.4 成功构建BcMF18过表达载体 | 第75-76页 |
| 3.2.3.5 BcMF18编码定位于质膜和细胞壁的的膜外分泌蛋白 | 第76-77页 |
| 3.2.4 BcMF18过表达载体成功导入拟南芥植株 | 第77-78页 |
| 3.2.4.1 获得BcMF18过表达载体转化拟南芥植株 | 第77-78页 |
| 3.2.4.2 PCR验证BcMF18过表达载体成功导入拟南芥植株 | 第78页 |
| 3.2.4.3 BcMF18在bcmf18oe植株花序中的表达量上调 | 第78页 |
| 3.2.5 bcmf18oe的花粉败育 | 第78-82页 |
| 3.2.5.1 bcmf18oe的角果短、结籽率降低 | 第78-79页 |
| 3.2.5.2 bcmf18oe的花粉皱缩畸形且不能完成水合作用 | 第79-80页 |
| 3.2.5.3 bcmf18oe的花粉管萌发率降低 | 第80-81页 |
| 3.2.5.4 bcmf18oe的花粉细胞核、内含物和内壁降解 | 第81-82页 |
| 3.2.6 成功构建反义BcMF18表达载体并导入农杆菌 | 第82-83页 |
| 3.2.7 反义BcMF18表达载体成功导入菜心植株 | 第83-84页 |
| 3.2.7.1 获得反义BcMF18表达载体转化菜心植株 | 第83页 |
| 3.2.7.2 PCR验证反义BcMF18表达载体成功导入菜心植株 | 第83-84页 |
| 3.2.7.3 BcMF18在bcmf18的花序中的表达受到抑制 | 第84页 |
| 3.2.8 bcmf18的花粉败育、不能完成水合作用且花粉管萌发率降低 | 第84-89页 |
| 3.2.8.1 bcmf18的花粉皱缩畸形、不能完成水合 | 第84-85页 |
| 3.2.8.2 bcmf18的花粉内壁不能正常形成、细胞核和内含物降解 | 第85-88页 |
| 3.2.8.3 bcmf18的花粉管萌发率降低、结籽率降低 | 第88-89页 |
| 3.3 讨论 | 第89-94页 |
| 3.3.1 BcMF18是一个花粉特异的经典AGP基因 | 第89-91页 |
| 3.3.2 BcMF18是一个定位于质膜和细胞壁的分泌蛋白 | 第91-93页 |
| 3.3.3 BcMF18通过影响纤维素沉积而影响花粉内壁发育 | 第93-94页 |
| 4 白菜花粉特异的两个阿拉伯半乳糖蛋白基因BcMF8和BcMF18的相互关系和作用模式比较分析 | 第94-108页 |
| 4.1 材料与方法 | 第94-96页 |
| 4.1.1 植物材料与主要试剂 | 第94页 |
| 4.1.2 DNA、总RNA的提取与cDNA的合成 | 第94页 |
| 4.1.3 BcMF8和BcMF18的核苷酸序列分析 | 第94-95页 |
| 4.1.4 BcMF8和BcMF18时空表达的Real-time RT-PCR比较分析 | 第95页 |
| 4.1.5 BcMF8和BcMF18双价反义表达载体的构建 | 第95-96页 |
| 4.1.5.1 反义基因片段的分离 | 第95页 |
| 4.1.5.2 双价反义表达载体的构建 | 第95页 |
| 4.1.5.3 双价反义表达载体直接转化农杆菌LBA4404 | 第95-96页 |
| 4.1.6 反义表达载体对菜心的遗传转化 | 第96页 |
| 4.1.7 转反义基因植株的分子检测 | 第96页 |
| 4.1.8 转反义基因植株的形态学与细胞学观察 | 第96页 |
| 4.2 结果 | 第96-103页 |
| 4.2.1 BcMF8和BcMF18核苷酸序列比较 | 第96-97页 |
| 4.2.2 BcMF8和BcMF18在不同发育阶段的组织或器官中具有类似表达模式 | 第97-98页 |
| 4.2.3 成功构建BcMF8和BcMF18双价反义表达载体并导入农杆菌 | 第98页 |
| 4.2.4 BcMF8和BcMF18双价反义表达载体成功导入菜心植株 | 第98-99页 |
| 4.2.4.1 获得BcMF8和BcMF18双价反义表达载体转化菜心植株 | 第98页 |
| 4.2.4.2 PCR验证BcMF8和BcMF18双价反义表达载体成功导入菜心植株 | 第98页 |
| 4.2.4.3 BcMF8和BcMF18在bcmf8 bcmf18的花序中的表达受到抑制 | 第98-99页 |
| 4.2.5 bcmf8 bcmf18的花粉畸形、花粉管萌发率降低 | 第99-103页 |
| 4.2.5.1 bcmf8 bcmf18的花粉畸形 | 第99-101页 |
| 4.2.5.2 bcmf8 bcmf18的花粉发育异常、绒粘层提前降解 | 第101-102页 |
| 4.2.5.3 bcmf8 bcmf18的花粉管萌发率降低、结籽率降低 | 第102-103页 |
| 4.3 讨论 | 第103-108页 |
| 4.3.1 BcMF8和BcMF18的时空表达表达模式相似但不完全相同 | 第103-107页 |
| 4.3.2 BcMF8和BcMF18在花粉内壁发育过程中的作用模式和功能不重叠 | 第107页 |
| 4.3.3 BcMF8和BcMF18在绒粘层PCD过程中功能冗余 | 第107-108页 |
| 5 白菜花粉特异的两个果胶甲酯酶基因BcMF23a和BcMF23b的表达分析 | 第108-128页 |
| 5.1 材料与方法 | 第108-111页 |
| 5.1.1 植物材料与主要试剂 | 第108页 |
| 5.1.2 白菜核不育两用系ajhGMS‘Bcajh97-01A/B’的人工授粉 | 第108-109页 |
| 5.1.3 DNA、总RNA的提取与cDNA的合成 | 第109页 |
| 5.1.4 拟南芥PME基因At5g07410在白菜中的同源基因的查找 | 第109页 |
| 5.1.5 基因序列的同源克隆 | 第109页 |
| 5.1.6 核苷酸序列分析 | 第109页 |
| 5.1.7 基因的时空表达分析 | 第109-110页 |
| 5.1.7.1 半定量RT-PCR分析 | 第109页 |
| 5.1.7.2 Real-time RT-PCR分析 | 第109-110页 |
| 5.1.7.3 原位杂交分析 | 第110页 |
| 5.1.8 启动子序列的分离及表达活性分析与比较 | 第110页 |
| 5.1.8.1 启动子表达载体的构建及对农杆菌的遗传转化 | 第110页 |
| 5.1.8.2 启动子的活性检测 | 第110页 |
| 5.1.8.3 启动子表达载体对拟南芥的遗传转化 | 第110页 |
| 5.1.8.4 启动子表达载体遗传转化拟南芥植株的PCR检测 | 第110页 |
| 5.1.8.5 GUS染色 | 第110页 |
| 5.1.9 原核表达和PME活性检测 | 第110-111页 |
| 5.1.9.1 原核表达载体的构建及对大肠杆菌Rosetta菌株的转化 | 第110-111页 |
| 5.1.9.2 SDS-PAGE及Western Blot印迹分析 | 第111页 |
| 5.1.9.3 酶活检测 | 第111页 |
| 5.1.10 亚细胞定位分析 | 第111页 |
| 5.2 结果 | 第111-123页 |
| 5.2.1 成功获得Bra028699和Bra009265的cDNA和DNA全长序列 | 第111-112页 |
| 5.2.2 BcMF23在‘Bcajh97-01’的可育株系花粉发育后期的小孢子中表达 | 第112-115页 |
| 5.2.3 BcMF23a和BcMF23b的启动子具有相似的表达模式 | 第115-118页 |
| 5.2.3.1 成功构建BcMF23a和BcMF23b启动子表达载体 | 第115-116页 |
| 5.2.3.2 BcMF23a和BcMF23b启动子具有表达活性 | 第116-117页 |
| 5.2.3.3 BcMF23a和BcMF23b启动子具有相似的表达模式 | 第117-118页 |
| 5.2.4 BcMF23a和BcMF23b编码定位于质膜和细胞壁的膜外分泌蛋白 | 第118-123页 |
| 5.2.4.1 成功构建BcMF23a和BcMF23b原核表达载体 | 第118-120页 |
| 5.2.4.2 BcMF23a和BcMF23b编码约40 kDa的水溶性蛋白 | 第120-121页 |
| 5.2.4.3 只有BcMF23a编码的蛋白具有PME活性 | 第121-122页 |
| 5.2.4.4 成功构建BcMF23a和BcMF23b过表达载体 | 第122-123页 |
| 5.2.4.5 BcMF23a和BcMF23b编码定位于质膜和细胞壁的膜外分泌蛋白 | 第123页 |
| 5.3 讨论 | 第123-128页 |
| 5.3.1 BcMF23a和BcMF23b是两个花粉特异的PME基因 | 第123-124页 |
| 5.3.2 BcMF23a和BcMF23b可能在花粉发育过程中发挥作用且功能冗余 | 第124-126页 |
| 5.3.3 BcMF23a和BcMF23b均为定位于质膜和花粉壁的分泌蛋白 | 第126页 |
| 5.3.4 BcMF23a具有PME活性 | 第126-128页 |
| 结论 | 第128-130页 |
| 参考文献 | 第130-140页 |
| 在读期间发表的论文 | 第140页 |
