| 中文摘要 | 第12-13页 |
| 英文摘要 | 第13-14页 |
| 第一章 前言 | 第15-35页 |
| 1.1 乳腺癌及其现状 | 第15页 |
| 1.2 MDSC概述 | 第15-18页 |
| 1.2.1 小鼠MDSCs | 第17页 |
| 1.2.2 人MDSCs | 第17-18页 |
| 1.3 诱导MDSC产生和诱发抑制性功能的细胞因子 | 第18-24页 |
| 1.3.1 血管内皮生长因子（VEGF） | 第19-20页 |
| 1.3.2 粒细胞巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF）和粒细胞集落刺激因子（G-CSF） | 第20页 |
| 1.3.3 前列腺素2（PGE2）和环氧化酶2（COX2） | 第20-21页 |
| 1.3.4 亮氨酸拉链转录因子家族同源蛋白 | 第21页 |
| 1.3.5 过敏毒素（C5a）补体 | 第21页 |
| 1.3.6 促炎症呢过危险信号分子（S100A8/A9） | 第21页 |
| 1.3.7 高迁移率族蛋白1（HMGB1） | 第21-22页 |
| 1.3.8 白介素IL-1β,IL-6和吲哚胺2,3-双氧酶（IDO） | 第22-23页 |
| 1.3.9 白介素IL-17 | 第23-24页 |
| 1.4 调节MDSC的多种分子机制 | 第24-26页 |
| 1.4.1 信号转导与转录激活子1（STAT1） | 第24页 |
| 1.4.2 信号转导与转录激活子3(STAT3)和信号转导与转录激活子6（STAT6） | 第24-25页 |
| 1.4.3 转录因子蛋白家族（NF-κB） | 第25页 |
| 1.4.4 干扰素8（IRF-8） | 第25页 |
| 1.4.5 转录因子Notch的信号通路 | 第25-26页 |
| 1.4.6 缺氧诱导因子-1α（HIF-1α） | 第26页 |
| 1.4.7 微小RNA（miRNAs） | 第26页 |
| 1.4.8 MDSC的更新 | 第26页 |
| 1.5 MDSC利用网络信号分子来调节炎症环境和降低免疫监测 | 第26-31页 |
| 1.5.1 MDSC中氨基酸的利用 | 第27-29页 |
| 1.5.2 MDSC中NO的产生 | 第29页 |
| 1.5.3 MDSC中ROS的产生 | 第29页 |
| 1.5.4 MDSC通过下调L-Selectins和E-Selectins抑制T细胞迁移 | 第29-30页 |
| 1.5.5 MDSC中PD-L1的表达 | 第30页 |
| 1.5.6 MDSC诱导Treg和Th17细胞的产生 | 第30页 |
| 1.5.7 MDSC降低NK细胞介导的细胞毒性 | 第30页 |
| 1.5.8 MDSC，巨噬细胞，肿瘤细胞和MC之间的交叉增强可以增强炎症和促进MDSC抑制活性 | 第30-31页 |
| 1.6 MDSC是治疗性开发的潜在目标 | 第31-32页 |
| 1.6.1 获得性免疫治疗 | 第31-32页 |
| 1.6.2 溶瘤病毒和疫苗接种治疗 | 第32页 |
| 1.6.3 抗体治疗 | 第32页 |
| 1.7 临床上用到的MDSC抑制剂 | 第32-34页 |
| 1.7.1 活性氧的调节剂对于调节乳腺癌中的MDSC可能起到重要作用 | 第33页 |
| 1.7.2 减压可能会MDSC数量的减少和促进乳腺癌患者的生存 | 第33-34页 |
| 1.8 本研究的目的及意义 | 第34-35页 |
| 第二章 乳腺肿瘤小鼠的模型建立及其骨髓中MDSC细胞趋化因子受体和Toll样受体的表达 | 第35-48页 |
| 2.1 试验材料 | 第35-37页 |
| 2.1.1 试验动物及试验用细胞株 | 第35页 |
| 2.1.2 主要试验试剂 | 第35-36页 |
| 2.1.3 试验用主要仪器与耗材 | 第36-37页 |
| 2.1.4 数据处理与绘图 | 第37页 |
| 2.2 试验方法 | 第37-40页 |
| 2.2.1 乳腺肿瘤小鼠模型的建立 | 第37-39页 |
| 2.2.2 通过对移植小鼠骨髓MDSCs细胞表面的趋化因子受体和Toll样受体的分析，进行骨髓细胞亚型的初步分析 | 第39-40页 |
| 2.3 结果与分析 | 第40-48页 |
| 2.3.1 小鼠乳腺肿瘤模型的制备 | 第40-41页 |
| 2.3.2 对移植小鼠骨髓MDSCs细胞表面的趋化因子受体和Toll样受体的分析结果 | 第41-44页 |
| 2.3.3 小结 | 第44-48页 |
| 第三章 乳腺肿瘤小鼠骨髓MDSC细胞的亚型分析 | 第48-62页 |
| 3.1 试验材料 | 第48-49页 |
| 3.1.1 试验动物及试验用细胞株 | 第48页 |
| 3.1.2 主要试验试剂 | 第48-49页 |
| 3.1.3 试验用主要仪器与耗材 | 第49页 |
| 3.1.4 数据处理与绘图 | 第49页 |
| 3.2 试验方法 | 第49-50页 |
| 3.2.1 多色抗体的选择 | 第49-50页 |
| 3.2.2 多色流式分析法对小鼠骨髓细胞MDSC亚型进行进一步分析 | 第50页 |
| 3.3 结果与分析 | 第50-60页 |
| 3.3.1 多色流式分析法结果 | 第50-60页 |
| 3.4 小结 | 第60-62页 |
| 第四章 4T1细胞表面趋化因子受体及Toll样受体的表达 | 第62-69页 |
| 4.1 试验材料 | 第62-64页 |
| 4.1.1 试验用细胞株 | 第62页 |
| 4.1.2 主要试验试剂 | 第62-63页 |
| 4.1.3 试验用主要仪器与耗材 | 第63-64页 |
| 4.1.4 数据处理与绘图 | 第64页 |
| 4.2 试验方法 | 第64-65页 |
| 4.2.1 细胞培养 | 第64页 |
| 4.2.2 抗体孵育前的预处理 | 第64-65页 |
| 4.2.3 抗体孵育和流式细胞术检测趋化因子受体表达 | 第65页 |
| 4.3 结果与分析 | 第65-67页 |
| 4.3.1 流式细胞仪检测4T1细胞表面CCR族（CCR1-CCR10）的表达 | 第65页 |
| 4.3.2 流式细胞仪检测4T1细胞表面CXCR族（CXCR1-CXCR7）的表达 | 第65-66页 |
| 4.3.3 流式细胞仪检测4T1细胞表面CX3CR1和XCR1的表达 | 第66页 |
| 4.3.4 流式细胞仪检测4T1细胞表面Toll样受体的表达 | 第66-67页 |
| 4.4 小结 | 第67-69页 |
| 第五章 讨论与结论 | 第69-71页 |
| 5.1 讨论 | 第69-70页 |
| 5.2 结论 | 第70-71页 |
| 参考文献 | 第71-82页 |
| 附录 | 第82-85页 |
| 致谢 | 第85-87页 |
| 攻读学位论文期间发表文章 | 第87-88页 |
