| 摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-6页 |
| 缩略词表 | 第7-13页 |
| 国内部分 | 第13-64页 |
| 第一章 绪论 | 第13-19页 |
| 1.1 研究背景 | 第13页 |
| 1.2 骨生成与再生 | 第13-15页 |
| 1.3 多潜能间质细胞 | 第15-16页 |
| 1.4 MSC的临床应用现状及风险 | 第16-17页 |
| 1.5 细胞外微囊概述 | 第17-18页 |
| 1.6 细胞微囊与组织修复 | 第18页 |
| 1.7 本课题研究目标 | 第18-19页 |
| 第二章 BMSC旁分泌作用对成骨细胞成熟及分化影响的研究 | 第19-31页 |
| 2.1 前言 | 第19-20页 |
| 2.2 材料与方法 | 第20-27页 |
| 2.2.1 实验分组 | 第20页 |
| 2.2.2 主要仪器 | 第20-21页 |
| 2.2.3 主要耗材及试剂 | 第21页 |
| 2.2.4 主要溶液配制 | 第21-23页 |
| 2.2.5 实验步骤 | 第23-26页 |
| 2.2.6 统计学分析 | 第26-27页 |
| 2.3 结果 | 第27-29页 |
| 2.3.1 BMSC培养基促进OB钙结节生成 | 第27-28页 |
| 2.3.2 BMSC培养基提高成骨相关基因表达 | 第28-29页 |
| 2.4 讨论 | 第29-30页 |
| 2.5 小结 | 第30-31页 |
| 第三章 BMSC来源EV经 MIR-196A调节成骨细胞成熟及分化 | 第31-54页 |
| 3.1 前言 | 第31-32页 |
| 3.2 材料与方法 | 第32-39页 |
| 3.2.1 实验分组 | 第32-33页 |
| 3.2.2 主要仪器(新增) | 第33页 |
| 3.2.3 主要耗材及试剂(新增) | 第33-34页 |
| 3.2.4 主要溶液配制(新增) | 第34-35页 |
| 3.2.5 实验步骤(新增) | 第35-38页 |
| 3.2.6 统计学分析 | 第38-39页 |
| 3.3 结果 | 第39-52页 |
| 3.3.1 超速离心成功分离纯化EV | 第39-40页 |
| 3.3.2 BMSC来源EV进入OB并由高尔基体降解 | 第40-42页 |
| 3.3.3 BMSC来源EV促进OB钙结节生成 | 第42-43页 |
| 3.3.4 BMSC来源EV提高OB成骨相关基因表达 | 第43-44页 |
| 3.3.5 BMSC来源EV提高OB成骨相关蛋白表达 | 第44-45页 |
| 3.3.6 BMSC来源EV抑制OB增殖 | 第45-46页 |
| 3.3.7 BMSC来源EV含多种miRNA | 第46-49页 |
| 3.3.8 BMSC来源EV内miR-196a、miR-27a、miR-206 高度富集 | 第49-50页 |
| 3.3.9 EV内miR-196a起主要促成骨作用 | 第50-52页 |
| 3.4 讨论 | 第52-53页 |
| 3.5 小结 | 第53-54页 |
| 第四章 水凝胶搭载BMSC来源EV促进大鼠颅骨缺损修复研究 | 第54-64页 |
| 4.1 前言 | 第54-55页 |
| 4.2 材料与方法 | 第55-58页 |
| 4.2.1 主要仪器(新增) | 第55页 |
| 4.2.2 主要试剂(新增) | 第55页 |
| 4.2.3 主要溶液配制(新增) | 第55-56页 |
| 4.2.4 实验步骤 | 第56-57页 |
| 4.2.5 统计学分析 | 第57-58页 |
| 4.3 结果 | 第58-62页 |
| 4.3.1 水凝胶-EV有效修复大鼠颅骨缺损 | 第58-62页 |
| 4.4 讨论 | 第62-64页 |
| 国外部分 | 第64-114页 |
| 第一章 绪论 | 第64-74页 |
| 1.1 研究背景 | 第64页 |
| 1.2 进行性骨干发育异常 | 第64-65页 |
| 1.3 骨性关节炎 | 第65-66页 |
| 1.4 骨重塑的生理过程 | 第66-68页 |
| 1.5 骨细胞与骨重塑 | 第68页 |
| 1.6 成骨细胞与骨重塑 | 第68-69页 |
| 1.7 破骨细胞与骨重塑 | 第69-70页 |
| 1.8 血管与骨重塑 | 第70-71页 |
| 1.9 TGF-β1概述 | 第71-73页 |
| 1.10 本课题的研究目标与内容 | 第73-74页 |
| 第二章 ALN-TΒR1I的设计及合成研究 | 第74-86页 |
| 2.1 前言 | 第74-75页 |
| 2.2 材料与方法 | 第75-80页 |
| 2.2.1 实验分组 | 第75页 |
| 2.2.2 主要仪器(新增) | 第75页 |
| 2.2.3 主要耗材及试剂(新增) | 第75-76页 |
| 2.2.4 实验步骤(新增) | 第76-79页 |
| 2.2.5 统计学分析 | 第79-80页 |
| 2.3 结果 | 第80-84页 |
| 2.3.1 化学手段合成ALN-TβR1I | 第80-81页 |
| 2.3.2 ALN-TβR1I具有缓释TβR1I能力 | 第81-82页 |
| 2.3.3 ALN-TβR1I安全剂量范围 | 第82-83页 |
| 2.3.4 ALN-TβR1I具有骨靶向作用 | 第83-84页 |
| 2.4 讨论 | 第84-85页 |
| 2.5 小结 | 第85-86页 |
| 第三章 ALN-TβR1I治疗CED和OA研究 | 第86-104页 |
| 3.1 前言 | 第86-87页 |
| 3.2 材料与方法 | 第87-91页 |
| 3.2.1 实验分组 | 第87-88页 |
| 3.2.2 主要仪器(新增) | 第88页 |
| 3.2.3 主要耗材及试剂(新增) | 第88页 |
| 3.2.4 溶液配制(新增) | 第88-89页 |
| 3.2.5 实验步骤(新增) | 第89-90页 |
| 3.2.6 统计学分析 | 第90-91页 |
| 3.3 结果 | 第91-101页 |
| 3.3.1 ALN-TβR1I延缓CED小鼠骨形变 | 第91页 |
| 3.3.2 ALN-TβR1I降低CED小鼠骨折发生率 | 第91-92页 |
| 3.3.3 ALN-TβR1I延缓CED小鼠骨重塑障碍发生 | 第92-96页 |
| 3.3.4 ALN-TβR1I抑制软骨下骨TGF-β通路 | 第96页 |
| 3.3.5 ALN-TβR1I抑制软骨下骨异常成骨 | 第96-101页 |
| 3.4 讨论 | 第101-103页 |
| 3.5 小结 | 第103-104页 |
| 第四章 异常骨重塑中TGF-β1募集MSC和促血管生成研究 | 第104-114页 |
| 4.1 前言 | 第104-105页 |
| 4.2 材料与方法 | 第105-107页 |
| 4.2.1 实验分组 | 第105页 |
| 4.2.2 实验仪器(新增) | 第105页 |
| 4.2.3 实验试剂(新增) | 第105页 |
| 4.2.4 实验步骤(新增) | 第105-106页 |
| 4.2.5 统计学分析 | 第106-107页 |
| 4.3 结果 | 第107-112页 |
| 4.3.1 TGF-β增高导致骨髓腔异常骨生成 | 第107-108页 |
| 4.3.2 TGF-β增高异常募集LepR~+MSC | 第108-109页 |
| 4.3.3 TGF-β增高促进Tpye H血管生成并营造促成骨微环境 | 第109-112页 |
| 4.4 讨论 | 第112-113页 |
| 4.5 小结 | 第113-114页 |
| 总结 | 第114-115页 |
| 参考文献 | 第115-126页 |
| 致谢 | 第126-128页 |
| 攻读博士学位期间学术成果 | 第128-130页 |
