| 摘要 | 第8-11页 |
| Abstract | 第11-13页 |
| 缩略语表（Abbreviation） | 第14-16页 |
| 1.文献综述 | 第16-29页 |
| 1.1 研究背景 | 第16-17页 |
| 1.1.1 肺损伤 | 第16页 |
| 1.1.2 单核细胞在肺的募集 | 第16-17页 |
| 1.1.3 巨噬细胞的可塑性 | 第17页 |
| 1.2 细胞间黏附分子ICAM-1的研究进展 | 第17-19页 |
| 1.2.1 ICAM-1的结构和功能 | 第17-18页 |
| 1.2.2 ICAM-1的信号表达 | 第18-19页 |
| 1.2.3 ICAM-1在肺损伤中的作用 | 第19页 |
| 1.3 单核细胞趋化因子MCP-1的研究进展 | 第19-21页 |
| 1.3.1 趋化因子的作用 | 第19-20页 |
| 1.3.2 MCP-1的结构和功能 | 第20-21页 |
| 1.3.3 MCP-1在炎症中的表达和对肺单核巨噬细胞的募集 | 第21页 |
| 1.4 miRNA的生成及作用机制 | 第21-25页 |
| 1.4.1 miRNA的形成 | 第21-22页 |
| 1.4.2 miRNA的作用模式 | 第22-23页 |
| 1.4.3 非编码RNA与miRNA | 第23-25页 |
| 1.5 miRNA的转录调控 | 第25-26页 |
| 1.6 miRNA-124的研究进展 | 第26-27页 |
| 1.7 巨噬细胞极化的研究进展 | 第27-29页 |
| 1.7.1 巨噬细胞极化的调控 | 第27-28页 |
| 1.7.2 miRNA对巨噬细胞极化的影响 | 第28-29页 |
| 2.研究目的与意义 | 第29-30页 |
| 3.材料与方法 | 第30-35页 |
| 3.1 实验动物、组织和细胞系 | 第30页 |
| 3.2 菌株和质粒 | 第30-32页 |
| 3.3 主要试剂和试剂盒 | 第32页 |
| 3.4 培养基和试剂的配制 | 第32-33页 |
| 3.5 分子生物学分析软件 | 第33-35页 |
| 4.试验方法 | 第35-50页 |
| 4.1 引物设计及相关核苷酸序列 | 第35-36页 |
| 4.2 细胞的培养 | 第36-37页 |
| 4.3 组织或细胞中总RNA的提取 | 第37页 |
| 4.4 小RNA测序与生物信息学分析 | 第37-39页 |
| 4.4.1 动物样品的小RNA测序 | 第37-38页 |
| 4.4.2 信息分析流程 | 第38-39页 |
| 4.5 荧光定量RT-PCR检测基因mRNA和miRNA表达水平 | 第39-41页 |
| 4.5.1 mRNA水平检测 | 第39-40页 |
| 4.5.2 miRNA的检测 | 第40-41页 |
| 4.6 质粒的构建 | 第41-45页 |
| 4.6.1 靶基因3’UTR双荧光素酶报告质粒的构建 | 第41-44页 |
| 4.6.2 质粒的小量制备 | 第44页 |
| 4.6.3 重组质粒的鉴定 | 第44页 |
| 4.6.4 突变体质粒的构建 | 第44-45页 |
| 4.7 无内毒素质粒小量提取 | 第45页 |
| 4.8 细胞的传代培养 | 第45-46页 |
| 4.9 脂质体（Lipofectamine2000）介导的转染法 | 第46页 |
| 4.9.1 质粒转染 | 第46页 |
| 4.9.2 micro RNA/siRNA转染 | 第46页 |
| 4.10 蛋白免疫印迹 | 第46-48页 |
| 4.10.1 细胞的裂解 | 第46-47页 |
| 4.10.2 SDS-PAGE | 第47-48页 |
| 4.10.3 Western Blot | 第48页 |
| 4.11 双荧光素酶实验 | 第48-49页 |
| 4.12 MPO活性检测 | 第49页 |
| 4.13 数据分析 | 第49-50页 |
| 5.结果与分析 | 第50-76页 |
| 5.1 ICAM-1~(-/-)促进MCP-1的表达 | 第50-51页 |
| 5.1.1 敲除小鼠ICAM-1基因抑制肺内MCP-1的表达 | 第50页 |
| 5.1.2 小鼠肺泡巨噬细胞转染ICAM-1 siRNA抑制MCP-1的表达 | 第50-51页 |
| 5.2 ICAM-1~(-/-)小鼠肺组织的小RNA测序 | 第51-56页 |
| 5.2.1 小RNA测序的片段长度及分布 | 第51-53页 |
| 5.2.2 已知miRNA差异分析 | 第53-56页 |
| 5.3 RT-PCR验证miRNA测序结果 | 第56-57页 |
| 5.4 miRNA的选择及靶基因预测 | 第57-58页 |
| 5.4.1 miRNA的选择 | 第57页 |
| 5.4.2 miRNA-124的靶基因预测 | 第57-58页 |
| 5.5 miR-124靶基因的验证 | 第58-61页 |
| 5.5.1 野生型报告载体的构建 | 第58-59页 |
| 5.5.2 突变型，缺失型报告载体的构建 | 第59-60页 |
| 5.5.3 双荧光素酶报告实验 | 第60-61页 |
| 5.6 过表达miR-124抑制MCP-1的表达 | 第61-63页 |
| 5.6.1 RT-PCR检测miR-124对MCP-1mRNA表达的影响 | 第61-62页 |
| 5.6.2 Western blot检测miR-124对MCP-1蛋白表达的影响 | 第62-63页 |
| 5.7 ICAM-1敲低影响miR-124和MCP-1的表达 | 第63-64页 |
| 5.7.1 si-ICAM-1对miR-124和MCP-1mRNA的影响 | 第63-64页 |
| 5.7.2 si-ICAM-1和miR-124对MCP-1蛋白表达的影响 | 第64页 |
| 5.8 miR-124启动子的寻找及活性 | 第64-66页 |
| 5.8.1 确定miR-124的启动子及其候选转录因子 | 第64-65页 |
| 5.8.2 miR-124启动子的活性 | 第65-66页 |
| 5.9 转录因子SP-1对miR-124启动子活性的正调控作用 | 第66-68页 |
| 5.9.1 转录因子结合位点的预测 | 第66-67页 |
| 5.9.2 点突变miR-124重组启动子后报告基因检测活性下降 | 第67页 |
| 5.9.3 SP-1能与miR-124启动子特异结合 | 第67-68页 |
| 5.10 ICAM-1与转录因子SP-1的关系 | 第68-69页 |
| 5.11 ICAM-1，miR-124对巨噬细胞极化的诱导作用 | 第69-72页 |
| 5.11.1 构建巨噬细胞的极化模型 | 第69-70页 |
| 5.11.2 ICAM-1诱导巨噬细胞M1型极化 | 第70-71页 |
| 5.11.3 miR-124诱导巨噬细胞M2型极化 | 第71-72页 |
| 5.12 C57/BL6小鼠回归实验 | 第72-74页 |
| 5.12.1 miR-124尾静脉注射后在小鼠肺组织中的表达 | 第72-73页 |
| 5.12.2 miR-124过表达，小鼠MPO活性降低 | 第73-74页 |
| 5.12.3 miR-124尾静脉注射后，小鼠肺组织中MCP-1蛋白的变化 | 第74页 |
| 5.13 PRRSV感染的组织中，ICAM-1，MCP-1，miR-124的变化 | 第74-76页 |
| 5.13.1 RT-PCR检测猪肺组织中ICAM-1，MCP-1，miR-124的表达 | 第74-75页 |
| 5.13.2 Western blot检测PRRSV对ICAM-1，MCP-1蛋白表达的影响 | 第75-76页 |
| 6.讨论 | 第76-80页 |
| 6.1 ICAM-1敲除影响MCP-1和miR-124的表达 | 第76-77页 |
| 6.2 单核细胞趋化因子MCP-1是miRNA-124的靶基因 | 第77页 |
| 6.3 转录因子SP-1参与miR-124的转录调控 | 第77-78页 |
| 6.4 miR-124, ICAM-1对巨噬细胞极化的调控 | 第78-79页 |
| 6.5 miRNA-124 在肺损伤中的作用 | 第79-80页 |
| 本研究得出的主要结论 | 第80页 |
| 小结示意图 | 第80-81页 |
| 参考文献 | 第81-93页 |
| 致谢 | 第93-94页 |
