摘要 | 第3-5页 |
abstract | 第5-6页 |
第一部分 动物牵张成骨模型的建立 | 第20-30页 |
1.1 绪论 | 第20-21页 |
1.1.1 物种选择 | 第20页 |
1.1.2 截骨术 | 第20页 |
1.1.3 牵张方法 | 第20-21页 |
1.2 材料与方法 | 第21-24页 |
1.2.1 动物及伦理 | 第21页 |
1.2.2 建立大鼠牵张成骨模型 | 第21页 |
1.2.3 牵张计划 | 第21-23页 |
1.2.4 影像学检测 | 第23页 |
1.2.5 组织学检测 | 第23-24页 |
1.3 结果 | 第24-26页 |
1.3.1 影像学结果 | 第24-25页 |
1.3.2 组织学表现 | 第25-26页 |
1.4 讨论 | 第26-27页 |
1.5 结论 | 第27页 |
1.6 参考文献 | 第27-30页 |
第二部分 “手风琴”技术通过诱导HIF-1α/VEGF通路信号上调促进大鼠牵张成骨区骨再生的实验研究 | 第30-49页 |
2.1 绪论 | 第30-31页 |
2.2 材料与方法 | 第31-35页 |
2.2.1 动物及伦理 | 第31页 |
2.2.2 动物手术及“手风琴”方案 | 第31-32页 |
2.2.3 X片检测 | 第32页 |
2.2.4 微型计算机断层成像(μCT) | 第32-33页 |
2.2.5 生物力学检测 | 第33页 |
2.2.6 组织学及免疫组化 | 第33-34页 |
2.2.7 血液收集及血清分析 | 第34页 |
2.2.8 统计学分析 | 第34-35页 |
2.3 结果 | 第35-43页 |
2.3.1 影像学检测结果 | 第35-36页 |
2.3.2 μCT评估结果 | 第36-37页 |
2.3.3 生物力学检测结果 | 第37-38页 |
2.3.4 组织学评估结果 | 第38-42页 |
2.3.5 血清HIF-1α和 VEGF水平 | 第42-43页 |
2.4 讨论 | 第43-45页 |
2.5 结论 | 第45页 |
2.6 参考文献 | 第45-49页 |
第三部分 金黄色葡萄球菌分泌素C2对牵张成骨区新生骨矿化的促进作用 | 第49-72页 |
3.1 绪论 | 第49-50页 |
3.2 材料与方法 | 第50-54页 |
3.2.1 动物及伦理 | 第50页 |
3.2.2 SEC2 注射液及化学药物 | 第50页 |
3.2.3 rBMSCs的提取和培养 | 第50页 |
3.2.4 细胞活性检测 | 第50-51页 |
3.2.5 成骨分化和茜素红染色 | 第51页 |
3.2.6 RNA提取及定量实时PCR检测 | 第51-52页 |
3.2.7 动物手术及牵张成骨模型 | 第52页 |
3.2.8 X片检测 | 第52页 |
3.2.9 微型计算机断层成像(μCT) | 第52-53页 |
3.2.10 生物力学检测 | 第53页 |
3.2.11 组织学及免疫组化 | 第53-54页 |
3.2.12 血液收集及血清分析 | 第54页 |
3.2.13 统计学分析 | 第54页 |
3.3 结果 | 第54-64页 |
3.3.1 SEC2 不影响细胞活性,且能促进rBMSCs成骨分化 | 第54-57页 |
3.3.2 X片和μCT对牵张区新生骨的评估结果 | 第57-59页 |
3.3.3 生物力学检测结果 | 第59-61页 |
3.3.4 组织学评估结果 | 第61-63页 |
3.3.5 SEC2 上调血清IL-1β,IL-6和IL-10 水平 | 第63-64页 |
3.4 讨论 | 第64-66页 |
3.5 结论 | 第66页 |
3.6 参考文献 | 第66-72页 |
第四部分 人类胚胎骨髓间充质干细胞分泌素对牵张成骨区骨矿化的促进作用 | 第72-95页 |
4.1 绪论 | 第72-73页 |
4.2 材料与方法 | 第73-78页 |
4.2.1 动物及伦理 | 第73页 |
4.2.2 细胞培养及分泌素准备 | 第73-74页 |
4.2.3 细胞活性检测 | 第74页 |
4.2.4 rBMSCs的成骨分化 | 第74页 |
4.2.5 碱性磷酸酶(ALP)染色 | 第74-75页 |
4.2.6 茜素红染色 | 第75页 |
4.2.7 RNA提取及定量实时PCR检测 | 第75页 |
4.2.8 大鼠外周血淋巴细胞反应 | 第75-76页 |
4.2.9 动物手术及牵张成骨模型 | 第76页 |
4.2.10 X片检测 | 第76-77页 |
4.2.11 微型计算机断层成像(μCT) | 第77页 |
4.2.12 生物力学检测 | 第77页 |
4.2.13 组织学及免疫组化 | 第77-78页 |
4.2.14 统计学分析 | 第78页 |
4.3 结果 | 第78-88页 |
4.3.1 不同种类的分泌素对rBMSCs成骨分化的影响 | 第78页 |
4.3.2 hFMSCs和 hAMSCs来源的分泌素的免疫原性 | 第78-80页 |
4.3.3 不同浓度hFMSCs分泌素对rBMSCs活性及成骨分化的影响 | 第80-82页 |
4.3.4 影像学对牵张区新生骨的评估结果 | 第82-84页 |
4.3.5 生物力学检测结果 | 第84-85页 |
4.3.6 组织学评估结果 | 第85-88页 |
4.4 讨论 | 第88-90页 |
4.5 结论 | 第90-91页 |
4.6 参考文献 | 第91-95页 |
第五部分 猪胎素对大鼠骨髓间充质干细胞成骨分化和牵张成骨过程中新骨矿化的促进作用 | 第95-115页 |
5.1 绪论 | 第95页 |
5.2 材料与方法 | 第95-101页 |
5.2.1 化学试剂 | 第95-96页 |
5.2.2 动物及伦理 | 第96页 |
5.2.3 PBE制备 | 第96页 |
5.2.4 rBMSCs的提取和培养 | 第96-97页 |
5.2.5 成骨分化 | 第97页 |
5.2.6 碱性磷酸酶(ALP)染色 | 第97页 |
5.2.7 茜素红染色 | 第97页 |
5.2.8 RNA提取及定量实时PCR检测 | 第97-99页 |
5.2.9 动物手术及牵张成骨模型 | 第99页 |
5.2.10 X片检测 | 第99页 |
5.2.11 微型计算机断层成像(μCT) | 第99-100页 |
5.2.12 生物力学检测 | 第100页 |
5.2.13 组织学及免疫组化 | 第100-101页 |
5.2.14 统计学分析 | 第101页 |
5.3 结果 | 第101-108页 |
5.3.1 PBE促进rBMSCs成骨分化 | 第101-103页 |
5.3.2 X片和μCT对牵张区新生骨的评估结果 | 第103-104页 |
5.3.3 生物力学检测结果 | 第104-105页 |
5.3.4 组织学评估结果 | 第105-108页 |
5.4 讨论 | 第108-110页 |
5.5 结论 | 第110页 |
5.6 参考文献 | 第110-115页 |
第六部分 聚乙酸内酯/羟基磷灰石混合微粒对大鼠牵张成骨区新骨矿化的作用 | 第115-138页 |
6.1 绪论 | 第115-116页 |
6.2 材料与方法 | 第116-121页 |
6.2.1 动物及伦理 | 第116页 |
6.2.2 PCL及 PCL/HA微粒制备及表征 | 第116页 |
6.2.3 细胞提取和培养 | 第116-117页 |
6.2.4 rBMSCs与材料微粒共培养 | 第117页 |
6.2.5 RNA提取及定量实时PCR检测 | 第117-119页 |
6.2.6 牵张成骨模型及微粒的应用 | 第119页 |
6.2.7 X片检测 | 第119页 |
6.2.8 微型计算机断层成像(μCT) | 第119-120页 |
6.2.9 生物力学检测 | 第120页 |
6.2.10 组织学及免疫组化 | 第120-121页 |
6.2.11 统计学分析 | 第121页 |
6.3 结果 | 第121-131页 |
6.3.1 微粒表征 | 第121-122页 |
6.3.2 微粒的细胞粘附特性及对rBMSCs成骨分化的影响 | 第122-125页 |
6.3.3 X片及μCT对牵张区新生骨的评估结果 | 第125-127页 |
6.3.4 生物力学检测结果 | 第127-128页 |
6.3.5 组织学评估结果 | 第128-131页 |
6.4 讨论 | 第131-133页 |
6.5 结论 | 第133页 |
6.6 参考文献 | 第133-138页 |
第七部分 MiR-503 抑制Smurf1 表达促进牵张成骨区新骨再生 | 第138-159页 |
7.1 绪论 | 第138-139页 |
7.2 材料与方法 | 第139-145页 |
7.2.1 动物及伦理 | 第139页 |
7.2.2 牵张成骨模型建立 | 第139-140页 |
7.2.3 牵张成骨计划 | 第140页 |
7.2.4 标本留取及总RNA提取 | 第140页 |
7.2.5 MicroRNA测序 | 第140页 |
7.2.6 实时定量PCR检测成骨相关基因 | 第140-141页 |
7.2.7 实时定量PCR检测miR-503 表达 | 第141页 |
7.2.8 细胞提取和培养 | 第141-142页 |
7.2.9 Mimic/Inhibitor转染 | 第142页 |
7.2.10 成骨分化及碱性磷酸酶/茜素红染色 | 第142页 |
7.2.11 Western blot分析 | 第142页 |
7.2.12 Smurf13’UTR克隆及荧光素酶检测 | 第142-143页 |
7.2.13 将rBMSCs的 miR-503 进行过表达 | 第143页 |
7.2.14 局部注射治疗 | 第143页 |
7.2.15 微型计算机断层成像(μCT) | 第143页 |
7.2.16 生物力学检测 | 第143-144页 |
7.2.17 组织学分析 | 第144页 |
7.2.18 骨组织形态分析 | 第144页 |
7.2.19 统计学分析 | 第144-145页 |
7.3 结果 | 第145-153页 |
7.3.1 在牵张成骨及rBMSCs成骨分化过程中,MiR-503 表达升高 | 第145-147页 |
7.3.2 MiR-503 过表达促进rBMSCs成骨分化 | 第147-148页 |
7.3.3 Smurf1是miR-503 的真实靶基因 | 第148-150页 |
7.3.4 Smurf1 介导了miR-503 对成骨的调控作用 | 第150-151页 |
7.3.5 局部注射miR-503 过表达的rBMSCs能促进新骨形成 | 第151-153页 |
7.4 讨论 | 第153-155页 |
7.5 结论 | 第155页 |
7.6 参考文献 | 第155-159页 |
第八部分 SDF-1/Cxcr4 信号通路拮抗剂AMD3100 对牵张成骨中骨矿化的影响 | 第159-183页 |
8.1 绪论 | 第159-160页 |
8.2 材料与方法 | 第160-166页 |
8.2.1 动物及伦理 | 第160页 |
8.2.2 建立大鼠骨折模型 | 第160页 |
8.2.3 建立大鼠牵张成骨模型 | 第160-161页 |
8.2.4 SDF-1 表达量检测 | 第161页 |
8.2.5 组织中RNA提取及定量实时PCR检测 | 第161-163页 |
8.2.6 X片检测 | 第163页 |
8.2.7 微型计算机断层成像(μCT) | 第163页 |
8.2.8 生物力学检测 | 第163页 |
8.2.9 组织学分析 | 第163-164页 |
8.2.10 细胞提取及培养 | 第164页 |
8.2.11 免疫荧光染色 | 第164-165页 |
8.2.12 成骨分化 | 第165页 |
8.2.13 碱性磷酸酶(ALP)染色 | 第165页 |
8.2.14 茜素红染色 | 第165页 |
8.2.15 细胞RNA提取及定量实时PCR检测 | 第165-166页 |
8.2.16 统计学分析 | 第166页 |
8.3 结果 | 第166-176页 |
8.3.1 牵张成骨模型和骨折模型中SDF-1 及早期成骨指标的表达变化 | 第166-167页 |
8.3.2 X片对牵张区新生骨的评估结果 | 第167-168页 |
8.3.3 μCT对牵张区新生骨的评估结果 | 第168-171页 |
8.3.4 生物力学检测结果 | 第171-172页 |
8.3.5 组织学评估结果 | 第172-175页 |
8.3.6 rBMSCs成骨分化过程中的SDF-1/Cxcr4 信号通路 | 第175-176页 |
8.4 讨论 | 第176-178页 |
8.5 结论 | 第178-179页 |
8.6 参考文献 | 第179-183页 |
致谢 | 第183-186页 |
博士期间学术论文和科研成果 | 第186-190页 |