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促进牵张成骨区新骨再生的方法及机制研究

摘要第3-5页
abstract第5-6页
第一部分 动物牵张成骨模型的建立第20-30页
    1.1 绪论第20-21页
        1.1.1 物种选择第20页
        1.1.2 截骨术第20页
        1.1.3 牵张方法第20-21页
    1.2 材料与方法第21-24页
        1.2.1 动物及伦理第21页
        1.2.2 建立大鼠牵张成骨模型第21页
        1.2.3 牵张计划第21-23页
        1.2.4 影像学检测第23页
        1.2.5 组织学检测第23-24页
    1.3 结果第24-26页
        1.3.1 影像学结果第24-25页
        1.3.2 组织学表现第25-26页
    1.4 讨论第26-27页
    1.5 结论第27页
    1.6 参考文献第27-30页
第二部分 “手风琴”技术通过诱导HIF-1α/VEGF通路信号上调促进大鼠牵张成骨区骨再生的实验研究第30-49页
    2.1 绪论第30-31页
    2.2 材料与方法第31-35页
        2.2.1 动物及伦理第31页
        2.2.2 动物手术及“手风琴”方案第31-32页
        2.2.3 X片检测第32页
        2.2.4 微型计算机断层成像(μCT)第32-33页
        2.2.5 生物力学检测第33页
        2.2.6 组织学及免疫组化第33-34页
        2.2.7 血液收集及血清分析第34页
        2.2.8 统计学分析第34-35页
    2.3 结果第35-43页
        2.3.1 影像学检测结果第35-36页
        2.3.2 μCT评估结果第36-37页
        2.3.3 生物力学检测结果第37-38页
        2.3.4 组织学评估结果第38-42页
        2.3.5 血清HIF-1α和 VEGF水平第42-43页
    2.4 讨论第43-45页
    2.5 结论第45页
    2.6 参考文献第45-49页
第三部分 金黄色葡萄球菌分泌素C2对牵张成骨区新生骨矿化的促进作用第49-72页
    3.1 绪论第49-50页
    3.2 材料与方法第50-54页
        3.2.1 动物及伦理第50页
        3.2.2 SEC2 注射液及化学药物第50页
        3.2.3 rBMSCs的提取和培养第50页
        3.2.4 细胞活性检测第50-51页
        3.2.5 成骨分化和茜素红染色第51页
        3.2.6 RNA提取及定量实时PCR检测第51-52页
        3.2.7 动物手术及牵张成骨模型第52页
        3.2.8 X片检测第52页
        3.2.9 微型计算机断层成像(μCT)第52-53页
        3.2.10 生物力学检测第53页
        3.2.11 组织学及免疫组化第53-54页
        3.2.12 血液收集及血清分析第54页
        3.2.13 统计学分析第54页
    3.3 结果第54-64页
        3.3.1 SEC2 不影响细胞活性,且能促进rBMSCs成骨分化第54-57页
        3.3.2 X片和μCT对牵张区新生骨的评估结果第57-59页
        3.3.3 生物力学检测结果第59-61页
        3.3.4 组织学评估结果第61-63页
        3.3.5 SEC2 上调血清IL-1β,IL-6和IL-10 水平第63-64页
    3.4 讨论第64-66页
    3.5 结论第66页
    3.6 参考文献第66-72页
第四部分 人类胚胎骨髓间充质干细胞分泌素对牵张成骨区骨矿化的促进作用第72-95页
    4.1 绪论第72-73页
    4.2 材料与方法第73-78页
        4.2.1 动物及伦理第73页
        4.2.2 细胞培养及分泌素准备第73-74页
        4.2.3 细胞活性检测第74页
        4.2.4 rBMSCs的成骨分化第74页
        4.2.5 碱性磷酸酶(ALP)染色第74-75页
        4.2.6 茜素红染色第75页
        4.2.7 RNA提取及定量实时PCR检测第75页
        4.2.8 大鼠外周血淋巴细胞反应第75-76页
        4.2.9 动物手术及牵张成骨模型第76页
        4.2.10 X片检测第76-77页
        4.2.11 微型计算机断层成像(μCT)第77页
        4.2.12 生物力学检测第77页
        4.2.13 组织学及免疫组化第77-78页
        4.2.14 统计学分析第78页
    4.3 结果第78-88页
        4.3.1 不同种类的分泌素对rBMSCs成骨分化的影响第78页
        4.3.2 hFMSCs和 hAMSCs来源的分泌素的免疫原性第78-80页
        4.3.3 不同浓度hFMSCs分泌素对rBMSCs活性及成骨分化的影响第80-82页
        4.3.4 影像学对牵张区新生骨的评估结果第82-84页
        4.3.5 生物力学检测结果第84-85页
        4.3.6 组织学评估结果第85-88页
    4.4 讨论第88-90页
    4.5 结论第90-91页
    4.6 参考文献第91-95页
第五部分 猪胎素对大鼠骨髓间充质干细胞成骨分化和牵张成骨过程中新骨矿化的促进作用第95-115页
    5.1 绪论第95页
    5.2 材料与方法第95-101页
        5.2.1 化学试剂第95-96页
        5.2.2 动物及伦理第96页
        5.2.3 PBE制备第96页
        5.2.4 rBMSCs的提取和培养第96-97页
        5.2.5 成骨分化第97页
        5.2.6 碱性磷酸酶(ALP)染色第97页
        5.2.7 茜素红染色第97页
        5.2.8 RNA提取及定量实时PCR检测第97-99页
        5.2.9 动物手术及牵张成骨模型第99页
        5.2.10 X片检测第99页
        5.2.11 微型计算机断层成像(μCT)第99-100页
        5.2.12 生物力学检测第100页
        5.2.13 组织学及免疫组化第100-101页
        5.2.14 统计学分析第101页
    5.3 结果第101-108页
        5.3.1 PBE促进rBMSCs成骨分化第101-103页
        5.3.2 X片和μCT对牵张区新生骨的评估结果第103-104页
        5.3.3 生物力学检测结果第104-105页
        5.3.4 组织学评估结果第105-108页
    5.4 讨论第108-110页
    5.5 结论第110页
    5.6 参考文献第110-115页
第六部分 聚乙酸内酯/羟基磷灰石混合微粒对大鼠牵张成骨区新骨矿化的作用第115-138页
    6.1 绪论第115-116页
    6.2 材料与方法第116-121页
        6.2.1 动物及伦理第116页
        6.2.2 PCL及 PCL/HA微粒制备及表征第116页
        6.2.3 细胞提取和培养第116-117页
        6.2.4 rBMSCs与材料微粒共培养第117页
        6.2.5 RNA提取及定量实时PCR检测第117-119页
        6.2.6 牵张成骨模型及微粒的应用第119页
        6.2.7 X片检测第119页
        6.2.8 微型计算机断层成像(μCT)第119-120页
        6.2.9 生物力学检测第120页
        6.2.10 组织学及免疫组化第120-121页
        6.2.11 统计学分析第121页
    6.3 结果第121-131页
        6.3.1 微粒表征第121-122页
        6.3.2 微粒的细胞粘附特性及对rBMSCs成骨分化的影响第122-125页
        6.3.3 X片及μCT对牵张区新生骨的评估结果第125-127页
        6.3.4 生物力学检测结果第127-128页
        6.3.5 组织学评估结果第128-131页
    6.4 讨论第131-133页
    6.5 结论第133页
    6.6 参考文献第133-138页
第七部分 MiR-503 抑制Smurf1 表达促进牵张成骨区新骨再生第138-159页
    7.1 绪论第138-139页
    7.2 材料与方法第139-145页
        7.2.1 动物及伦理第139页
        7.2.2 牵张成骨模型建立第139-140页
        7.2.3 牵张成骨计划第140页
        7.2.4 标本留取及总RNA提取第140页
        7.2.5 MicroRNA测序第140页
        7.2.6 实时定量PCR检测成骨相关基因第140-141页
        7.2.7 实时定量PCR检测miR-503 表达第141页
        7.2.8 细胞提取和培养第141-142页
        7.2.9 Mimic/Inhibitor转染第142页
        7.2.10 成骨分化及碱性磷酸酶/茜素红染色第142页
        7.2.11 Western blot分析第142页
        7.2.12 Smurf13’UTR克隆及荧光素酶检测第142-143页
        7.2.13 将rBMSCs的 miR-503 进行过表达第143页
        7.2.14 局部注射治疗第143页
        7.2.15 微型计算机断层成像(μCT)第143页
        7.2.16 生物力学检测第143-144页
        7.2.17 组织学分析第144页
        7.2.18 骨组织形态分析第144页
        7.2.19 统计学分析第144-145页
    7.3 结果第145-153页
        7.3.1 在牵张成骨及rBMSCs成骨分化过程中,MiR-503 表达升高第145-147页
        7.3.2 MiR-503 过表达促进rBMSCs成骨分化第147-148页
        7.3.3 Smurf1是miR-503 的真实靶基因第148-150页
        7.3.4 Smurf1 介导了miR-503 对成骨的调控作用第150-151页
        7.3.5 局部注射miR-503 过表达的rBMSCs能促进新骨形成第151-153页
    7.4 讨论第153-155页
    7.5 结论第155页
    7.6 参考文献第155-159页
第八部分 SDF-1/Cxcr4 信号通路拮抗剂AMD3100 对牵张成骨中骨矿化的影响第159-183页
    8.1 绪论第159-160页
    8.2 材料与方法第160-166页
        8.2.1 动物及伦理第160页
        8.2.2 建立大鼠骨折模型第160页
        8.2.3 建立大鼠牵张成骨模型第160-161页
        8.2.4 SDF-1 表达量检测第161页
        8.2.5 组织中RNA提取及定量实时PCR检测第161-163页
        8.2.6 X片检测第163页
        8.2.7 微型计算机断层成像(μCT)第163页
        8.2.8 生物力学检测第163页
        8.2.9 组织学分析第163-164页
        8.2.10 细胞提取及培养第164页
        8.2.11 免疫荧光染色第164-165页
        8.2.12 成骨分化第165页
        8.2.13 碱性磷酸酶(ALP)染色第165页
        8.2.14 茜素红染色第165页
        8.2.15 细胞RNA提取及定量实时PCR检测第165-166页
        8.2.16 统计学分析第166页
    8.3 结果第166-176页
        8.3.1 牵张成骨模型和骨折模型中SDF-1 及早期成骨指标的表达变化第166-167页
        8.3.2 X片对牵张区新生骨的评估结果第167-168页
        8.3.3 μCT对牵张区新生骨的评估结果第168-171页
        8.3.4 生物力学检测结果第171-172页
        8.3.5 组织学评估结果第172-175页
        8.3.6 rBMSCs成骨分化过程中的SDF-1/Cxcr4 信号通路第175-176页
    8.4 讨论第176-178页
    8.5 结论第178-179页
    8.6 参考文献第179-183页
致谢第183-186页
博士期间学术论文和科研成果第186-190页

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