| 摘要 | 第6-8页 |
| ABSTRACT | 第8-10页 |
| 文献综述 | 第14-26页 |
| 第一章 绒山羊毛囊结构及毛囊周期循环研究进展 | 第14-26页 |
| 1.1 绒山羊毛囊结构 | 第14-16页 |
| 1.2 毛囊发生与毛囊周期 | 第16-22页 |
| 1.2.1 毛囊发生 | 第16-18页 |
| 1.2.2 毛囊周期循环 | 第18-22页 |
| 1.3 LHX2在毛囊周期循环中的功能研究 | 第22页 |
| 1.4 非编码基因在毛囊周期循环中功能研究 | 第22-23页 |
| 1.5 毛囊研究技术及方法进展 | 第23-24页 |
| 1.5.1 毛囊细胞分离培养 | 第23页 |
| 1.5.2 高通量测序技术在毛囊研究中的应用进展 | 第23-24页 |
| 1.5.3 Crispr/Cas9技术在毛囊周期循环研究中的应用 | 第24页 |
| 1.6 研究目的与意义 | 第24-26页 |
| 试验研究 | 第26-84页 |
| 第二章 陕北白绒山羊次级毛囊在皮肤中的长度及其毛球部宽度变化规律研究 | 第26-32页 |
| 2.1 材料方法 | 第26-27页 |
| 2.1.1 主要试剂与仪器 | 第26页 |
| 2.1.2 试验动物皮肤组织采集 | 第26页 |
| 2.1.3 皮肤切片制作与染色 | 第26-27页 |
| 2.2 结果与分析 | 第27-30页 |
| 2.2.1 SHF毛球部全年形态变化规律 | 第27-28页 |
| 2.2.2 全年不同月份SHF长度及其毛球部宽度分析 | 第28-29页 |
| 2.2.3 不同月份SHF毛囊活性观察 | 第29-30页 |
| 2.3 讨论 | 第30-31页 |
| 2.3.1 不同品种绒山羊毛囊循环周期差异性 | 第30页 |
| 2.3.2 SACPIC染色法判断毛囊周期的可靠性 | 第30-31页 |
| 2.4 小结 | 第31-32页 |
| 第三章 陕北白绒山羊次级毛囊生长期、退行期和休止期差异mi RNAs和m RNAs的联合分析 | 第32-42页 |
| 3.1 材料与方法 | 第32-33页 |
| 3.1.1 试验样品与数据来源 | 第32页 |
| 3.1.2 m RNA和mi RNA分析方案 | 第32-33页 |
| 3.2 结果与分析 | 第33-39页 |
| 3.2.1 生长期、退行期和休止期差异mi RNA和m RNA分析 | 第33-34页 |
| 3.2.2 mi RNA靶基因的GO分析 | 第34-35页 |
| 3.2.3 mi RNA靶基因的KEGG分析 | 第35-36页 |
| 3.2.4 影响毛发生长的重要信号通路基因 | 第36-37页 |
| 3.2.5 差异的mi RNA与m RNA网络调控关系构建 | 第37-38页 |
| 3.2.6 候选mi RNAs网络调控图谱 | 第38-39页 |
| 3.3 讨论 | 第39-41页 |
| 3.3.1 mi RNA-m RNA联合分析的可靠性 | 第39-40页 |
| 3.3.2 皮肤中脂肪细胞与SHF周期循环的关系 | 第40页 |
| 3.3.3 候选mi RNAs和m RNAs的选取 | 第40-41页 |
| 3.4 小结 | 第41-42页 |
| 第四章 陕北白绒山羊SHF生长期和退行期皮肤全转录组研究 | 第42-68页 |
| 4.1 材料与方法 | 第42-46页 |
| 4.1.1 试验动物及样品采集 | 第42页 |
| 4.1.2 总RNA提取与鉴定 | 第42-43页 |
| 4.1.3 文库制备及测序 | 第43页 |
| 4.1.4 测序数据质控和注释 | 第43-44页 |
| 4.1.5 非编码基因（nc RNA）的靶基因预测 | 第44-45页 |
| 4.1.6 lnc RNA和mi RNA的靶基因整合 | 第45页 |
| 4.1.7 靶基因GO和KEGG分析 | 第45页 |
| 4.1.8 实时定量PCR验证RNA-seq数据的可靠性 | 第45-46页 |
| 4.2 结果与分析 | 第46-64页 |
| 4.2.1 皮肤样品总RNA质量检测 | 第46-48页 |
| 4.2.2 测序数据的质量评估及其与基因组比对情况 | 第48-52页 |
| 4.2.3 新基因预测及差异基因筛选 | 第52-55页 |
| 4.2.4 靶基因GO和KEGG分析 | 第55-58页 |
| 4.2.5 lnc RNA-mi RNA-m RNA网络图谱绘制 | 第58-63页 |
| 4.2.6 实时定量PCR验证RNA-seq数据 | 第63-64页 |
| 4.3 讨论 | 第64-66页 |
| 4.3.1 全转录组必要性 | 第64-65页 |
| 4.3.2 皮肤微环境对SHF退行的影响 | 第65页 |
| 4.3.3 非编码基因对SHF退行的调控 | 第65-66页 |
| 4.4 小结 | 第66-68页 |
| 第五章 LHX2与MIR-144 的关系研究及其在SDP中的功能验证 | 第68-84页 |
| 5.1 试验材料与方法 | 第68-73页 |
| 5.1.1 试验材料 | 第68页 |
| 5.1.2 主要试剂与仪器 | 第68-69页 |
| 5.1.3 SHF的DP分离培养 | 第69页 |
| 5.1.4 免疫印迹及免疫荧光 | 第69-70页 |
| 5.1.5 感受态细胞制备及其转化 | 第70页 |
| 5.1.6 靶基因与靶位点的验证 | 第70页 |
| 5.1.7 mi R-144 腺病毒包装 | 第70-71页 |
| 5.1.8 DP细胞中Lhx2基因敲除 | 第71页 |
| 5.1.9 DNA/RNA提取 | 第71页 |
| 5.1.10 q PCR、PCR和T7E1酶切分析 | 第71-73页 |
| 5.2 结果与分析 | 第73-82页 |
| 5.2.1 DP细胞分离培养及鉴定 | 第73-75页 |
| 5.2.2 LHX2与mi R1443p组织表达谱分析 | 第75页 |
| 5.2.3 mi R1443p与LHX2靶向关系分析 | 第75-76页 |
| 5.2.4 Ad-mi R-144 腺病毒包装效果分析 | 第76-77页 |
| 5.2.5 Ad-mi R-144 感染DPs分析 | 第77-79页 |
| 5.2.6 LHX2基因缺陷型DP细胞模型构建及LHX2突变类型分析 | 第79-80页 |
| 5.2.7 LHX2敲除对SHF相关基因表达的影响 | 第80-81页 |
| 5.2.8 LHX2-/-细胞株中mi R-144 与LHX2的互作 | 第81-82页 |
| 5.3 讨论 | 第82-83页 |
| 5.3.1 SDP细胞的分离培养 | 第82页 |
| 5.3.2 LHX2与mi R1443p在组织中的时空表达特性 | 第82页 |
| 5.3.3 LHX2与mi R1443p在DP细胞中的作用 | 第82-83页 |
| 5.4 小结 | 第83-84页 |
| 结论 | 第84-85页 |
| 创新点 | 第85-86页 |
| 还需进一步深入研究的问题 | 第86-87页 |
| 参考文献 | 第87-97页 |
| 附录 | 第97-149页 |
| 缩略词表 | 第149-150页 |
| 致谢 | 第150-151页 |
| 作者简介 | 第151-153页 |
