| 致谢 | 第6-9页 |
| 摘要 | 第9-11页 |
| Abstract | 第11-12页 |
| 第一章 绪论 | 第17-34页 |
| 1.1 病毒侵染诱导HR的相关研究进展 | 第17-23页 |
| 1.1.1 HR和植物的免疫反应 | 第17-19页 |
| 1.1.1.1 HR 的定义 | 第17页 |
| 1.1.1.2 HR是植物的一种免疫反应 | 第17-19页 |
| 1.1.2 病毒侵染诱导的HR研究 | 第19-21页 |
| 1.1.2.1 病毒侵染诱导HR的相关研究 | 第19-21页 |
| 1.1.2.2 病毒编码的蛋白诱导HR的研究 | 第21页 |
| 1.1.3 双生病毒诱导HR的相关研究 | 第21-23页 |
| 1.1.3.1 双生病毒 | 第21-22页 |
| 1.1.3.2 双生病毒编码的HR激发子 | 第22-23页 |
| 1.2 信号分子参与调控植物抗性的相关研究 | 第23-31页 |
| 1.2.1 JA参与植物抗性的相关研究 | 第23-25页 |
| 1.2.2 SA参与植物抗性的相关研究 | 第25-26页 |
| 1.2.3 PA途径参与植物抗性的相关研究 | 第26-31页 |
| 1.2.3.1 多胺途径(PA) | 第26-27页 |
| 1.2.3.2 多胺途径参与植物抗性的研究 | 第27-29页 |
| 1.2.3.3 腺苷甲硫氨酸脱羧酶的生物学功能研究进展 | 第29-31页 |
| 1.3 光合作用参与植物抗性的相关研究 | 第31-34页 |
| 1.3.1 植物的光合作用 | 第31页 |
| 1.3.2 病毒侵染引起植物光合作用的改变 | 第31-34页 |
| 第二章 常规实验方法 | 第34-55页 |
| 2.1 常规克隆实验技术 | 第34-39页 |
| 2.1.1 普通的PCR反应 | 第34页 |
| 2.1.2 高保真PCR反应 | 第34-35页 |
| 2.1.3 Overlap PCR(重叠延伸PCR) | 第35-36页 |
| 2.1.4 PCR产物的回收与纯化 | 第36页 |
| 2.1.5 连接 | 第36-37页 |
| 2.1.6 大肠杆菌感受态细胞的制备 | 第37-38页 |
| 2.1.7 转化 | 第38页 |
| 2.1.8 PCR 筛斑鉴定 | 第38页 |
| 2.1.9 质粒微量提取试剂盒 | 第38-39页 |
| 2.1.10 酶切鉴定 | 第39页 |
| 2.2 核酸实验相关技术 | 第39-44页 |
| 2.2.1 植物总DNA提取(CTAB法) | 第39-40页 |
| 2.2.2 RNA提取和Northern blot | 第40-44页 |
| 2.2.2.1 器皿和容器的处理 | 第40页 |
| 2.2.2.2 值物总RNA的提取 | 第40-41页 |
| 2.2.2.3 大小RNA的分离 | 第41页 |
| 2.2.2.4 探针标记 | 第41-42页 |
| 2.2.2.5 大RNA的甲醛变性凝胶电泳 | 第42页 |
| 2.2.2.6 大RNA的转膜 | 第42-43页 |
| 2.2.2.7 大RNA的杂交 | 第43页 |
| 2.2.2.8 小RNA的尿素变性电泳 | 第43-44页 |
| 2.2.2.9 小RNA的转膜 | 第44页 |
| 2.2.2.10 小RNA的杂交 | 第44页 |
| 2.3 RT-PCR 和 qRT-PCR | 第44-46页 |
| 2.3.1 RT-PCR | 第44-45页 |
| 2.3.2 qRT-PCR | 第45-46页 |
| 2.4 蛋白质实验相关技术 | 第46-53页 |
| 2.4.1 植物蛋白提取方法 | 第46页 |
| 2.4.2 原核表达 | 第46-47页 |
| 2.4.3 pET重组蛋白的纯化和透析 | 第47-48页 |
| 2.4.3.1 pET重组蛋白在变性条件下的大量纯化 | 第47-48页 |
| 2.4.3.2 透析和复性 | 第48页 |
| 2.4.4 GST融合蛋白的表达与纯化 | 第48-49页 |
| 2.4.5 SDS-PAGE和Western blot技术 | 第49-53页 |
| 2.4.5.1 SDS-PAGE | 第49-51页 |
| 2.4.5.2 Western blot 技术 | 第51-53页 |
| 2.5 农杆菌实验相关技术 | 第53-55页 |
| 2.5.1 农杆菌感受态的制备 | 第53页 |
| 2.5.2 重组质粒导入根癌农杆菌 | 第53-54页 |
| 2.5.3 农杆菌介导的植物接种(浸润植物) | 第54-55页 |
| 第三章 ODV RepA是一个诱导HR的激发子 | 第55-96页 |
| 3.1 材料与方法 | 第56-67页 |
| 3.1.1 材料 | 第56页 |
| 3.1.2 方法 | 第56-67页 |
| 3.1.2.1 瞬时表达载体的构建 | 第56-59页 |
| 3.1.2.2 原核表达载体的构建 | 第59-60页 |
| 3.1.2.3 PVX瞬时表达载体的构建 | 第60页 |
| 3.1.2.4 用于RepA基因稳定表达的转基因载体的构建 | 第60页 |
| 3.1.2.5 VIGS沉默载体的构建 | 第60-63页 |
| 3.1.2.6 重组质粒导入根癌农杆菌 | 第63页 |
| 3.1.2.7 ACP-ELISA 实验 | 第63-64页 |
| 3.1.2.8 qRT-PCR检测mRNA的表达水平 | 第64页 |
| 3.1.2.9 共聚焦显微镜观察 | 第64页 |
| 3.1.2.10 JA、SA外源涂抹实验 | 第64页 |
| 3.1.2.11 免疫胶体金标记电镜技术 | 第64-65页 |
| 3.1.2.12 抑制子鉴定 | 第65-66页 |
| 3.1.2.13 普通烟转基因实验 | 第66-67页 |
| 3.1.2.14 DAB吸收法检测H_2O_2 | 第67页 |
| 3.1.2.15 农杆菌平板计数方法 | 第67页 |
| 3.2 结果与分析 | 第67-93页 |
| 3.2.1 RepA蛋白的原核表达和多克隆抗体制备 | 第67-69页 |
| 3.2.2 瞬时表达ODV RepA能激发HR | 第69-72页 |
| 3.2.3 RepA能通过PVX表达引起系统坏死 | 第72-75页 |
| 3.2.4 ODV RepA诱导HR的功能域的鉴定 | 第75-78页 |
| 3.2.5 RepA及其缺失突变体的亚细胞定位 | 第78-80页 |
| 3.2.6 影响ODV RepA诱导HR的拮抗因子 | 第80-82页 |
| 3.2.7 高温能抑制ODV RepA诱导的HR | 第82-85页 |
| 3.2.8 JA信号是RepA诱导HR所必需的 | 第85-91页 |
| 3.2.9 RepA是一个弱的PTGS抑制子 | 第91-93页 |
| 3.3 结论 | 第93-96页 |
| 第四章 与ODV RepA蛋白互作的寄主因子筛选 | 第96-120页 |
| 4.1 材料与方法 | 第96-103页 |
| 4.1.1 材料 | 第96-97页 |
| 4.1.2 方法 | 第97-103页 |
| 4.1.2.1 酵母双杂交诱饵质粒的构建 | 第97页 |
| 4.1.2.2 质粒转化酵母菌 | 第97-98页 |
| 4.1.2.3 诱饵蛋白毒性的检测 | 第98页 |
| 4.1.2.4 诱饵蛋白的自激活检测 | 第98-99页 |
| 4.1.2.5 酵母双杂交实验 | 第99-102页 |
| 4.1.2.6 酵母双杂交重新验证候选蛋白互作 | 第102-103页 |
| 4.2 结果与分析 | 第103-118页 |
| 4.2.1 诱饵蛋白RepA对酵母毒性的检测 | 第103页 |
| 4.2.2 诱饵蛋白RepA自激活活性的检测 | 第103-104页 |
| 4.2.3 诱饵蛋白RepA自激活功能域的确定 | 第104-108页 |
| 4.2.4 与RepA互作的本氏烟互作因子的筛选 | 第108-111页 |
| 4.2.5 酵母双杂交重新验证候选蛋白互作 | 第111-118页 |
| 4.4 结论 | 第118-120页 |
| 第五章 初步解析NbSAMDC1参与RepA诱导HR的机制 | 第120-145页 |
| 5.1 材料和方法 | 第120-126页 |
| 5.1.1 材料 | 第120-121页 |
| 5.1.2 方法 | 第121-126页 |
| 5.1.2.1 载体构建 | 第121-124页 |
| 5.1.2.2 重组质粒导入根癌根癌农杆菌 | 第124页 |
| 5.1.2.3 双分子荧光互补实验(BiFC) | 第124-125页 |
| 5.1.2.4 GST Pull down实验 | 第125-126页 |
| 5.1.2.5 NbSAMDC1抑制剂MGBG处理试验 | 第126页 |
| 5.2 结果与分析 | 第126-143页 |
| 5.2.1 NbSAMDC1基因的克隆和序列分析 | 第126-129页 |
| 5.2.2 NbSAMDC1与RepA蛋白在体内和体外互作 | 第129-131页 |
| 5.2.3 NbSAMDC1与RepA蛋白互作结构域的鉴定 | 第131-132页 |
| 5.2.4 NbSAMDC1表达的组织特异性分析 | 第132-133页 |
| 5.2.5 NbSAMDC1在烟草叶片中的亚细胞定位 | 第133-134页 |
| 5.2.6 RepA和NbSAMDC的互作对植物多胺水平的影响 | 第134-135页 |
| 5.2.7 多胺合成中SAMDC的竞争性抑制剂处理对RepA诱导HR的影响 | 第135-136页 |
| 5.2.8 利用病毒载体沉默NbSAMDC1对RepA诱导HR的影响 | 第136-139页 |
| 5.2.9 利用病毒载体过表达NbSAMDC1对RepA诱导HR的影响 | 第139-141页 |
| 5.2.10 RepA在NbSAMDC1表达水平发生变化的转基因植株上诱导HR的情况 | 第141-143页 |
| 5.3 结论 | 第143-145页 |
| 第六章 RepA诱导HR后的表达谱分析 | 第145-186页 |
| 6.1 材料与方法 | 第145-153页 |
| 6.1.1 材料 | 第145页 |
| 6.1.2 方法 | 第145-153页 |
| 6.1.2.1 载体构建 | 第145-146页 |
| 6.1.2.2 接种和取样 | 第146页 |
| 6.1.2.3 建立文库和测序 | 第146页 |
| 6.1.2.4 标准信息分析 | 第146-149页 |
| 6.1.2.5 透射电子显微镜观察 | 第149-153页 |
| 6.2 结果与分析 | 第153-183页 |
| 6.2.1 Illumina测序和reads数据组装 | 第153-156页 |
| 6.2.2 Reads与参考基因组序列比对 | 第156-158页 |
| 6.2.3 分析差异基因的表达模式 | 第158-161页 |
| 6.2.4 显著差异表达基因分析 | 第161-164页 |
| 6.2.5 显著差异表达基因参与的pathway分析 | 第164-172页 |
| 6.2.6 光合途径上电子传递链组分NbFDN1参与了RepA诱导的HR | 第172-178页 |
| 6.2.7 RepA的表达促进细胞中叶绿体的降解 | 第178-179页 |
| 6.2.9 RepA的表达促进淀粉粒数量减少 | 第179-183页 |
| 6.3 结论 | 第183-186页 |
| 第七章 全文小结 | 第186-188页 |
| 参考文献 | 第188-196页 |
| 附录A 本论文中所用术语缩写与中英文对照 | 第196-197页 |
| 附录B 常用生化及分子生物学试剂与仪器 | 第197-199页 |
| 附录C 常用缓冲液、试剂及培养基配方 | 第199-205页 |
