| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略词 | 第12-14页 |
| 第一章 文献综述 | 第14-41页 |
| 1.1 盐胁迫影响植物的生长发育 | 第14-24页 |
| 1.1.1 盐胁迫的定义 | 第14页 |
| 1.1.2 盐胁迫的发生过程及影响 | 第14-17页 |
| 1.1.3 植物对盐胁迫的感知过程 | 第17-18页 |
| 1.1.4 植物对盐胁迫的应答 | 第18-24页 |
| 1.2 植物Ca~(2+)信号 | 第24-36页 |
| 1.2.1 拟南芥Ca~(2+)信号概述 | 第24-25页 |
| 1.2.2 植物细胞中钙库以及Ca~2转运系统 | 第25-29页 |
| 1.2.3 植物细胞中Ca~(2+)信号的解码 | 第29-36页 |
| 1.2.4 Ca~(2+)信号解码机制的中心法则 | 第36页 |
| 1.3 拟南芥膜联蛋白AtANNEXINs | 第36-39页 |
| 1.3.1 拟南芥膜联蛋白AtANNEINs | 第37-38页 |
| 1.3.2 膜联蛋白AtANNEXINs与胁迫响应 | 第38-39页 |
| 1.4 本研究的目的和意义 | 第39-41页 |
| 第二章 实验材料与方法 | 第41-83页 |
| 2.1 实验材料 | 第41-42页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第41-42页 |
| 2.1.2 主要菌株 | 第42页 |
| 2.2 主要载体及相关引物 | 第42-44页 |
| 2.2.1 主要载体 | 第42页 |
| 2.2.2 相关引物 | 第42-44页 |
| 2.3 酶和生化试剂 | 第44-46页 |
| 2.3.1 酶 | 第44页 |
| 2.3.2 微生物及植物培养相关试剂 | 第44-45页 |
| 2.3.3 蛋白质检测相关试剂 | 第45页 |
| 2.3.4 RNA提取、分析及DNA检测 | 第45页 |
| 2.3.5 常用试剂 | 第45-46页 |
| 2.3.6 其它常用试剂及引物合成 | 第46页 |
| 2.4 实验仪器 | 第46-48页 |
| 2.4.1 植物及细菌培养所用相关仪器 | 第46页 |
| 2.4.2 核酸实验相关仪器 | 第46-47页 |
| 2.4.3 蛋白实验相关仪器 | 第47页 |
| 2.4.4 离心机 | 第47页 |
| 2.4.5 Ca~(2+)信号测定相关仪器 | 第47页 |
| 2.4.6 其它常用仪器 | 第47-48页 |
| 2.5 常用培养基及试剂的配制 | 第48-57页 |
| 2.5.1 常用培养基的配制 | 第48-49页 |
| 2.5.2 常用溶液的配制 | 第49-50页 |
| 2.5.3 原核蛋白纯化相关溶液的配制 | 第50-51页 |
| 2.5.4 真核蛋白纯化相关溶液的配制 | 第51页 |
| 2.5.5 核酸相关实验溶液的配制 | 第51-52页 |
| 2.5.6 免疫印迹相关溶液的配制 | 第52-53页 |
| 2.5.7 制取Taq酶的相关溶液配制 | 第53页 |
| 2.5.8 拟南芥原生质体转化相关溶液的配制 | 第53-54页 |
| 2.5.9 Ca~(2+)信号测定相关溶液的配制 | 第54-55页 |
| 2.5.10 农杆菌介导烟草瞬时表达缓冲液 | 第55页 |
| 2.5.11 GUS染色缓冲液 | 第55页 |
| 2.5.12 SDS-PAGE胶的配制 | 第55-56页 |
| 2.5.13 常用储液的配制 | 第56-57页 |
| 2.6 实验方法 | 第57-83页 |
| 2.6.1 植物材料培养条件 | 第57页 |
| 2.6.2 HEK293或HEK293T细胞的培养及转染 | 第57-58页 |
| 2.6.3 盐胁迫处理 | 第58-59页 |
| 2.6.4 基因克隆和载体构建 | 第59-63页 |
| 2.6.5 碱裂解法进行小量质粒提取 | 第63-64页 |
| 2.6.6 氯化铯梯度离心法大量提取质粒 | 第64-65页 |
| 2.6.7 植物总RNA的提取 | 第65页 |
| 2.6.8 RNA反转录 | 第65-66页 |
| 2.6.9 植物基因组DNA提取以及基因型鉴定 | 第66-69页 |
| 2.6.10 转基因植株的构建和鉴定 | 第69-70页 |
| 2.6.11 拟南芥有性杂交及鉴定 | 第70页 |
| 2.6.12 实时荧光定量PCR (Quantitative real-time PCR,PCR) | 第70-72页 |
| 2.6.13 Ca~(2+)信号的动态测定 | 第72-75页 |
| 2.6.14 原生质体的制备与转化 | 第75-76页 |
| 2.6.15 免疫沉淀 | 第76-77页 |
| 2.6.16 蛋白质免疫印迹 | 第77-78页 |
| 2.6.17 原核蛋白表达和纯化 | 第78-79页 |
| 2.6.18 体外磷酸化实验 | 第79-80页 |
| 2.6.19 酵母双杂交检测蛋白互作 | 第80页 |
| 2.6.20 酵母三杂交检测蛋白互作 | 第80-81页 |
| 2.6.21 双分子荧光互补实验(BiFC)检测蛋白互作 | 第81页 |
| 2.6.22 荧光素酶互补实验 | 第81-82页 |
| 2.6.23 组织定位检测 | 第82页 |
| 2.6.24 显微镜观察 | 第82-83页 |
| 第三章 结果与分析 | 第83-116页 |
| 3.1 SOS2和SCaBP8负调控盐胁迫诱导的[Ca~(2+)]_(cyt)上升 | 第83-87页 |
| 3.1.1 盐胁迫下的Ca~(2+)信号参与激活SOS途径 | 第83-85页 |
| 3.1.2 SOS途径负调控盐胁迫下[Ca~(2+)]_(cyt)的上升 | 第85-87页 |
| 3.2 拟南芥SCaBP8互作蛋白的筛选及鉴定 | 第87-92页 |
| 3.2.1 拟南芥SCaBP8互作蛋白的筛选 | 第87-88页 |
| 3.2.2 SCaBP8与AtANN4在酵母细胞中互作 | 第88-89页 |
| 3.2.3 拟南芥SCaBP8与AtANN4在植物体内直接互作 | 第89-90页 |
| 3.2.4 拟南芥SCaBP8与AtANN4在细胞质膜上相互作用 | 第90-91页 |
| 3.2.5 拟南芥AtANN4蛋白的组织表达模式 | 第91-92页 |
| 3.3 拟南芥AtANN4通过.SOS途径参与盐胁迫响应 | 第92-99页 |
| 3.3.1 AtANN4基因缺失导致盐诱导[[Ca~(2+)]_(cyt)升高减弱 | 第92-94页 |
| 3.3.2 AtANN4基因缺失突变体表现出盐敏感表型 | 第94-96页 |
| 3.3.3 AtANN4参与调控长时间盐胁迫下的SOS2激酶活性 | 第96-97页 |
| 3.3.4 SCaBP8部分通过AtANN4影响了盐胁迫下的Ca~(2+)信号 | 第97-99页 |
| 3.4 SOS2磷酸化AtANN4 | 第99-102页 |
| 3.4.1 SOS2可以体外直接磷酸化AtANN4 | 第99-100页 |
| 3.4.2 盐胁迫依赖SOS2诱导AtANN4体内磷酸化 | 第100-101页 |
| 3.4.3 AtANN4第46位丝氨酸是SOS2磷酸化AtANN4的主要位点 | 第101-102页 |
| 3.5 盐胁迫稳定AtANN4-SCaBP8-SOS2蛋白复合体 | 第102-106页 |
| 3.5.1 SCaBP8可以介导SOS2与AtANN4之间的互作 | 第102-104页 |
| 3.5.2 AtANN4磷酸化修饰增强与SCaBP8的相互作用 | 第104-106页 |
| 3.6 SOS途径抑制AtANN4的Ca~(2+)转运功能 | 第106-113页 |
| 3.6.1 AtANN4具有Ca~(2+)转运功能 | 第106-108页 |
| 3.6.2 SOS途径反馈抑制AtANN4功能 | 第108-111页 |
| 3.6.3 磷酸化修饰改变AtANN4的Ca~(2+)结合能力 | 第111-113页 |
| 3.7 AtANN4、SCaBP8、SOS2调控产生盐胁迫下特异的Ca~(2+)信号 | 第113-116页 |
| 第四章 讨论与结论 | 第116-122页 |
| 4.1 分析与讨论 | 第116-121页 |
| 4.1.1 AtANN4直接参与激活SOS途径 | 第117页 |
| 4.1.2 AtANN4与SOS途径相互作用机制 | 第117-118页 |
| 4.1.3 SCaBP8-SOS2复合体反馈负调控膜联蛋白AtANN4的活性 | 第118-119页 |
| 4.1.4 SCaBP8-AtANN4-SOS2介导产生盐胁迫下特异的Ca~(2+)信号 | 第119-121页 |
| 4.2 结论 | 第121-122页 |
| 参考文献 | 第122-142页 |
| 致谢 | 第142-145页 |
| 个人简历 | 第145页 |
