| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略词表 | 第8-15页 |
| 第一章 文献综述 | 第15-42页 |
| 1.1 植物质膜H~+-ATPase的研究现状 | 第15-28页 |
| 1.1.1 对植物质膜H~+-ATPase的认识 | 第15-20页 |
| 1.1.2 植物质膜H~+-ATPase的活性调节 | 第20-25页 |
| 1.1.3 质膜H~+-ATPase参与的生物学过程调控过程 | 第25-28页 |
| 1.2 植物中SNARE蛋白的概述 | 第28-33页 |
| 1.2.1 SNARE蛋白的结构与分类 | 第29-30页 |
| 1.2.2 SNARE蛋白的生理学功能研究 | 第30-33页 |
| 1.3 ABA信号转导途径对干旱胁迫的响应 | 第33-40页 |
| 1.3.1 ABA信号转导途径中的主要作用元件 | 第35-37页 |
| 1.3.2 ABA信号转导途径在植物生长发育过程中的功能探究 | 第37-40页 |
| 1.4 本研究的目的和意义 | 第40-42页 |
| 第二章 实验材料与方法 | 第42-72页 |
| 2.1 实验材料 | 第42-47页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第42页 |
| 2.1.2 常用菌株和载体 | 第42-43页 |
| 2.1.3 载体构建信息 | 第43-44页 |
| 2.1.4 酶和试剂 | 第44-46页 |
| 2.1.5 实验仪器 | 第46-47页 |
| 2.2 常用培养基及溶液的配制 | 第47-51页 |
| 2.2.1 常用培养基的配制 | 第47-48页 |
| 2.2.2 常用溶液的配制 | 第48-49页 |
| 2.2.3 常用抗生素与激素 | 第49-50页 |
| 2.2.4 蛋白质免疫印迹相关溶液 | 第50页 |
| 2.2.5 GST标签原核蛋白纯化相关溶液 | 第50页 |
| 2.2.6 拟南芥细胞质膜微囊的分离及活性测量相关溶液配置 | 第50-51页 |
| 2.2.7 测定非损伤氢离子流速的相关试剂 | 第51页 |
| 2.3 实验方法 | 第51-69页 |
| 2.3.1 植物培养条件 | 第51-52页 |
| 2.3.2 载体构建 | 第52-55页 |
| 2.3.3 大肠杆菌(DH5α)电击感受态细胞的制备 | 第55页 |
| 2.3.4 小量提取质粒DNA(碱裂解法) | 第55-56页 |
| 2.3.5 植物(拟南芥)基因组DNA的提取 | 第56页 |
| 2.3.6 目的基因转录水平的表达分析 | 第56-58页 |
| 2.3.7 拟南芥转基因植株的获得 | 第58-59页 |
| 2.3.8 用CRISP/Cas9技术获得突变体 | 第59-60页 |
| 2.3.9 拟南芥的有性杂交 | 第60页 |
| 2.3.10 GST标签的原核蛋白表达与纯化 | 第60-62页 |
| 2.3.11 酵母双杂交实验 | 第62-63页 |
| 2.3.12 酵母(RS72) H~+-ATPase互补实验 | 第63-64页 |
| 2.3.13 荧光素酶互补(LCI)实验 | 第64-65页 |
| 2.3.14 双分子荧光互补(BiFC)实验 | 第65页 |
| 2.3.15 叶绿素含量测定 | 第65-66页 |
| 2.3.16 拟南芥质膜微囊体的提取 | 第66页 |
| 2.3.17 质膜H~+-ATPase (PM H~+-ATPase)活性的测定 | 第66-67页 |
| 2.3.18 非损伤氢离子流速的测定 | 第67-68页 |
| 2.3.19 离体叶片失水实验以及ABA介导的气孔开度实验 | 第68-69页 |
| 2.3.20 红外相机检测叶片表面温度实验 | 第69页 |
| 2.3.21 干旱胁迫处理实验 | 第69页 |
| 2.4 引物 | 第69-72页 |
| 2.4.1 质粒构建引物 | 第69-71页 |
| 2.4.2 实时荧光定量PCR产物 | 第71页 |
| 2.4.3 突变体鉴定引物 | 第71-72页 |
| 第三章 结果与分析 | 第72-105页 |
| 3.1 植物激素ABA对质膜H~+-ATPase的活性影响 | 第72-73页 |
| 3.2 VAMP711蛋白与质膜H~+-ATPase蛋白AHA1互作 | 第73-77页 |
| 3.2.1 VAMP711与质膜H~+-ATPase蛋白AHA1互作 | 第74-75页 |
| 3.2.2 AHA1和VAMP711亚细胞定位以及组织表达模式分析 | 第75-76页 |
| 3.2.3 AHA1和VAMP711互作位置分析 | 第76-77页 |
| 3.3 VAMP711和质膜H~+-ATPase互作特异性分析 | 第77-81页 |
| 3.3.1 VAMP711和AHA1的C端互作 | 第77-79页 |
| 3.3.2 VAMP711与AHA家族成员互作的特异性分析 | 第79-80页 |
| 3.3.3 VAMP711与AHA1/AHA2的C端相互作用 | 第80-81页 |
| 3.4 VAMP711负调控质膜H~+-ATPase的活性 | 第81-88页 |
| 3.4.1 CRISPR/Cas9技术获得vamp711突变体 | 第81-83页 |
| 3.4.2 VAMP711基因缺失突变体中质膜H~+-ATPase活性升高 | 第83-85页 |
| 3.4.3 VAMP711对质膜H~+-ATPase的直接抑制作用 | 第85-86页 |
| 3.4.4 酵母异源系统验证VAMP711对质膜H~+-ATPase的抑制 | 第86-87页 |
| 3.4.5 突变体vamp711高pH胁迫耐受表型的观察 | 第87-88页 |
| 3.5 VAMP711对质膜H~+-ATPase活性的调控机制研究 | 第88-95页 |
| 3.5.1 VAMP711不影响质膜H~+-ATPase在细胞膜上的蛋白量 | 第88-90页 |
| 3.5.2 ABA促进VAMP711与质膜的靠近 | 第90-92页 |
| 3.5.3 ABA通过VAMP711抑制质膜H~+-ATPase的活性 | 第92-94页 |
| 3.5.4 VAMP711的Longin结构域抑制质膜H~+-ATPase活性 | 第94-95页 |
| 3.6 突变体vamp711对干旱胁迫的响应 | 第95-98页 |
| 3.6.1 突变体vamp711的失水表型分析 | 第95-97页 |
| 3.6.2 突变体vamp711的气孔表型分析 | 第97-98页 |
| 3.7 VAMP711参与调控AHA1介导的干旱胁迫响应 | 第98-105页 |
| 3.7.1 过表达VAMP711能够抑制ost2-2D失水过快表型 | 第98-101页 |
| 3.7.2 突变体ost2-2D中过表达VAMP711的气孔开度表型分析 | 第101-102页 |
| 3.7.3 突变体ost2-2D中过表达VAAMP711的叶温表型分析 | 第102-103页 |
| 3.7.4 突变体ost2-2D中过表达VAMP711的另外两个株系的干旱胁迫敏感表型分析 | 第103-105页 |
| 第四章 讨论与结论 | 第105-112页 |
| 4.1 分析与讨论 | 第105-111页 |
| 4.1.1 VAMP711通过调控质膜H~+-ATPase活性响应干旱胁迫 | 第106-107页 |
| 4.1.2 VAMP711与AHA1/AHA2互作的可能机制 | 第107-108页 |
| 4.1.3 ABA信号转导途径部分通过VAMP711调控质膜H~+-ATPase活性 | 第108页 |
| 4.1.4 VAMP711负调控质膜H~+-ATPase活性机制的深入探究 | 第108-110页 |
| 4.1.5 VAMP7参与植物对干旱胁迫的响应 | 第110-111页 |
| 4.1.6 VAMP711介导的质膜H~+-ATPase活性调控具有功能多样性 | 第111页 |
| 4.2 结论 | 第111-112页 |
| 参考文献 | 第112-130页 |
| 致谢 | 第130-133页 |
| 个人简历 | 第133页 |
