| 中文摘要 | 第16-19页 |
| ABSTRACT | 第19-22页 |
| 第一章 文献综述 | 第23-39页 |
| 1 DDT概述 | 第23-25页 |
| 1.1 DDT的产生及发展 | 第23页 |
| 1.2 DDT的全球检出率 | 第23-24页 |
| 1.3 DDT的结构及人体健康风险 | 第24-25页 |
| 2 DDT的肝脏健康风险 | 第25-30页 |
| 2.1 DDT与肝脏毒性和损伤 | 第25-27页 |
| 2.2 DDT与肝脏肿瘤 | 第27-30页 |
| 3 DDT毒性作用的分子机制 | 第30-37页 |
| 3.1 DDT通过内分泌干扰作用发挥毒性效应 | 第30-31页 |
| 3.2 DDT通过影响机体氧化应激发挥毒性效应 | 第31-33页 |
| 3.3 DDT通过干扰信号通路调控发挥毒性效应 | 第33-37页 |
| 3.3.1 DDT与凋亡信号通路 | 第33页 |
| 3.3.2 DDT与MAPK信号通路 | 第33-34页 |
| 3.3.3 DDT与其它信号通路 | 第34-37页 |
| 4 DDT环境修复及毒性干预的方法 | 第37页 |
| 5 本课题的研究意义及研究内容 | 第37-39页 |
| 第二章 低剂量DDT暴露对人肝细胞癌生长的影响及分子机制 | 第39-56页 |
| 1 引言 | 第39-40页 |
| 2 材料及方法 | 第40-46页 |
| 2.1 实验材料 | 第40-41页 |
| 2.1.1 细胞株 | 第40页 |
| 2.1.2 主要实验试剂 | 第40页 |
| 2.1.3 主要仪器设备 | 第40-41页 |
| 2.2 实验方法 | 第41-46页 |
| 2.2.1 细胞培养 | 第41页 |
| 2.2.2 药物处理 | 第41-42页 |
| 2.2.3 MTT方法检测细胞存活 | 第42页 |
| 2.2.4 ROS含量检测 | 第42页 |
| 2.2.5 SOD、γ-GCS活性以及GSH含量检测 | 第42-43页 |
| 2.2.6 Western blotting技术 | 第43-44页 |
| 2.2.7 RNA干扰实验 | 第44页 |
| 2.2.8 裸鼠成瘤模型实验 | 第44-45页 |
| 2.2.9 免疫组织化学染色 | 第45-46页 |
| 2.2.10 数据处理 | 第46页 |
| 3 结果 | 第46-54页 |
| 3.1 低剂量DDT暴露促进肝癌细胞HepG2的增殖 | 第46-47页 |
| 3.2 氧化应激在DDT诱导的肝癌细胞增殖中起重要作用 | 第47-48页 |
| 3.3 DDT通过改变细胞氧化应激水平而介导Wnt/β-catenin信号通路激活 | 第48-50页 |
| 3.4 DDT暴露促进肝癌细胞裸鼠肿瘤的生长 | 第50-52页 |
| 3.5 DDT激活了裸鼠肿瘤中的氧化应激和Wnt/β-catenin信号通路 | 第52-54页 |
| 4 讨论 | 第54-55页 |
| 5 小结 | 第55-56页 |
| 第三章 低剂量DDT暴露对人肝细胞癌粘附的影响及分子机制 | 第56-72页 |
| 1 引言 | 第56页 |
| 2 材料及方法 | 第56-60页 |
| 2.1 实验材料 | 第56-57页 |
| 2.1.1 细胞株 | 第56页 |
| 2.1.2 主要实验试剂 | 第56-57页 |
| 2.1.3 主要仪器设备 | 第57页 |
| 2.2 实验方法 | 第57-60页 |
| 2.2.1 细胞培养及药物处理 | 第57页 |
| 2.2.2 细胞-细胞间粘附实验 | 第57-58页 |
| 2.2.3 细胞-基质间粘附实验 | 第58页 |
| 2.2.4 ROS含量测定 | 第58页 |
| 2.2.5 SOD活性以及GSH含量检测 | 第58页 |
| 2.2.6 Western blotting技术 | 第58-59页 |
| 2.2.7 荧光定量PCR分析 | 第59-60页 |
| 2.2.8 裸鼠成瘤模型实验 | 第60页 |
| 2.2.9 数据统计分析 | 第60页 |
| 3 结果 | 第60-68页 |
| 3.1 DDT干扰HepG2细胞中细胞-细胞与细胞-基质之间的粘附 | 第60-62页 |
| 3.2 DDT干扰HepG2细胞粘附是依赖于ROS而非ERs | 第62-63页 |
| 3.3 DDT激活了HepG2细胞中JAK/STAT3信号通路 | 第63-64页 |
| 3.4 DDT通过上调ROS而激活HepG2细胞中JAK/STAT3信号通路 | 第64-65页 |
| 3.5 DDT通过JAK/STAT3信号通路影响HepG2细胞中粘附分子表达 | 第65-67页 |
| 3.6 DDT影响裸鼠瘤组织中粘附分子的表达并激活JAK/STAT3信号通路 | 第67-68页 |
| 4 讨论 | 第68-70页 |
| 5 小结 | 第70-72页 |
| 第四章 高剂量DDT暴露对人正常肝细胞的细胞毒性研究 | 第72-89页 |
| 1 引言 | 第72页 |
| 2 材料及方法 | 第72-76页 |
| 2.1 实验材料 | 第72-73页 |
| 2.1.1 细胞株 | 第72页 |
| 2.1.2 主要实验试剂 | 第72-73页 |
| 2.1.3 主要仪器设备 | 第73页 |
| 2.2 实验方法 | 第73-76页 |
| 2.2.1 细胞培养及药物处理 | 第73页 |
| 2.2.2 MTT方法检测细胞存活 | 第73页 |
| 2.2.3 结晶紫染色实验 | 第73-74页 |
| 2.2.4 流式细胞仪检测细胞凋亡 | 第74页 |
| 2.2.5 活性氧ROS含量测定 | 第74-75页 |
| 2.2.6 Western blotting技术 | 第75页 |
| 2.2.7 线粒体膜电位检测 | 第75页 |
| 2.2.8 免疫荧光实验 | 第75-76页 |
| 2.2.9 数据统计分析 | 第76页 |
| 3 结果 | 第76-86页 |
| 3.1 VC和VE对DDT引起的HL-7702细胞存活降低有拮抗效果 | 第76-77页 |
| 3.2 VC和VE对DDT引起的HL-7702细胞凋亡有拮抗效果 | 第77-78页 |
| 3.3 VC和VE对DDT诱导的氧化应激有拮抗效果 | 第78-79页 |
| 3.4 VC和VE对DDT激活的线粒体途径有拮抗效果 | 第79-81页 |
| 3.5 VC和VE对DDT激活的凋亡蛋白有拮抗效果 | 第81-82页 |
| 3.6 VC和VE对DDT激活的死亡受体途径有拮抗效果 | 第82-84页 |
| 3.7 VC和VE对DDT诱导的NF-κB激活和核转入有拮抗效果 | 第84-86页 |
| 4 讨论 | 第86-88页 |
| 5 小结 | 第88-89页 |
| 第五章 高剂量DDT暴露对人正常肝细胞的基因毒性和肝脏毒性研究 | 第89-103页 |
| 1 引言 | 第89-90页 |
| 2 材料及方法 | 第90-95页 |
| 2.1 实验材料 | 第90页 |
| 2.1.1 细胞株 | 第90页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第90页 |
| 2.2 实验方法 | 第90-95页 |
| 2.2.1 细胞培养及药物处理 | 第90页 |
| 2.2.2 DAPI染色检测染色质浓缩 | 第90页 |
| 2.2.3 单细胞凝胶电泳(彗星实验) | 第90-91页 |
| 2.2.4 微核试验 | 第91-92页 |
| 2.2.5 DNA和蛋白质交联实验 | 第92-94页 |
| 2.2.6 荧光定量PCR | 第94页 |
| 2.2.7 数据统计分析 | 第94-95页 |
| 3 结果 | 第95-100页 |
| 3.1 VC和VE对DDT引起的HL-7702细胞染色质浓缩有拮抗效果 | 第95-96页 |
| 3.2 VC和VE对DDT引起的HL-7702细胞DNA损伤有拮抗效果 | 第96-97页 |
| 3.3 VC和VE对DDT诱导的微核产生有拮抗效果 | 第97-98页 |
| 3.4 VC和VE对DDT诱导的DPC复合物有拮抗效果 | 第98页 |
| 3.5 VC和VE对DDT引起的HL-7702细胞Ⅰ相代谢酶基因的影响 | 第98-99页 |
| 3.6 VC和VE对DDT改变的HL-7702细胞Ⅱ相代谢酶基因的影响 | 第99-100页 |
| 4 讨论 | 第100-102页 |
| 5 小结 | 第102-103页 |
| 总结与展望 | 第103-106页 |
| 参考文献 | 第106-123页 |
| 附录 缩略表 | 第123-125页 |
| 个人简历及攻读学位期间取得的研究成果 | 第125-128页 |
| 致谢 | 第128-131页 |
