| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-8页 |
| 缩略词 | 第13-15页 |
| 绪论 | 第15-17页 |
| 第一章 PE来源的dMSCs的功能分析 | 第17-26页 |
| 1.1 引言 | 第17页 |
| 1.2 实验材料 | 第17-19页 |
| 1.2.1 实验对象 | 第17-18页 |
| 1.2.2 实验试剂 | 第18页 |
| 1.2.3 主要实验仪器 | 第18-19页 |
| 1.3 实验方法 | 第19-22页 |
| 1.3.1 dMSCs的分离培养及纯化 | 第19页 |
| 1.3.2 HUVEC血管生成实验 | 第19页 |
| 1.3.3 HTR8/SVneo细胞迁移实验 | 第19-20页 |
| 1.3.4 dMSCs中miR-494表达水平的检测 | 第20页 |
| 1.3.5 dMSCs中VEGF表达水平的检测 | 第20-21页 |
| 1.3.6 dMSCs的培养上清中VEGF表达水平的检测 | 第21-22页 |
| 1.4 实验结果 | 第22-24页 |
| 1.4.1 PE来源的dMSCs的细胞形态和表面标志分子没有发生改变 | 第22页 |
| 1.4.2 PE来源的dMSCs的培养上清抑制HTR8/SVneo迁移和HUVEC血管生成 | 第22-23页 |
| 1.4.3 PE来源的dMSCs中miR-494高表达 | 第23-24页 |
| 1.4.4 PE来源的dMSCs中VEGF的蛋白表达水平降低 | 第24页 |
| 1.5 讨论 | 第24-26页 |
| 第二章 高表达miR-494通过靶向VEGF降低dMSCs的血管生成调控潜能 | 第26-34页 |
| 2.1 引言 | 第26页 |
| 2.2 实验材料 | 第26-27页 |
| 2.2.1 实验对象 | 第26-27页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第27页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第27页 |
| 2.3 实验方法 | 第27-29页 |
| 2.3.1 dMSCs的分离培养及纯化 | 第27页 |
| 2.3.2 MicroRNA和si-VEGF片段的转染 | 第27-28页 |
| 2.3.3 Q-PCR检测靶基因的mRNA表达水平 | 第28页 |
| 2.3.4 不同转染组dMSCs的培养上清中VEGF的表达水平的检测 | 第28页 |
| 2.3.5 HUVEC血管生成实验 | 第28-29页 |
| 2.3.6 HTR8/SVneo细胞迁移实验 | 第29页 |
| 2.3.7 双荧光素酶报告基因检测 | 第29页 |
| 2.4 实验结果 | 第29-32页 |
| 2.4.1 MiR-494与VEGF之间存在直接靶向关系 | 第29-30页 |
| 2.4.2 高表达miR-494的dMSCs的培养上清显著降低HTR8/SVneo迁移和HUVEC血管生成 | 第30-32页 |
| 2.5 讨论 | 第32-34页 |
| 第三章 高表达miR-494对dMSCs生长特性的研究 | 第34-41页 |
| 3.1 引言 | 第34页 |
| 3.2 实验材料 | 第34-35页 |
| 3.2.1 实验对象 | 第34页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第34-35页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第35页 |
| 3.3 实验方法 | 第35-38页 |
| 3.3.1 dMSCs的分离培养及纯化 | 第35页 |
| 3.3.2 MicroRNA片段的转染 | 第35页 |
| 3.3.3 Q-PCR检测靶基因的mRNA表达水平 | 第35-36页 |
| 3.3.4 不同转染组dMSCs中CDK6和CCND1表达水平的检测 | 第36页 |
| 3.3.5 细胞活力的检测 | 第36页 |
| 3.3.6 细胞增殖的检测 | 第36-37页 |
| 3.3.7 细胞凋亡的检测 | 第37页 |
| 3.3.8 细胞周期的检测 | 第37页 |
| 3.3.9 数据分析统计 | 第37-38页 |
| 3.4 实验结果 | 第38-39页 |
| 3.4.1 高表达miR-494抑制dMSCs的增殖活性 | 第38页 |
| 3.4.2 高表达miR-494引起dMSCs细胞周期的阻滞 | 第38-39页 |
| 3.5 讨论 | 第39-41页 |
| 全文总结 | 第41-42页 |
| 综述 | 第42-56页 |
| 参考文献 | 第47-56页 |
| 硕士期间科研成果 | 第56-57页 |
| 致谢及基金 | 第57-59页 |
