| 摘要 | 第6-8页 |
| Abstract | 第8-9页 |
| 第1章 引言 | 第10-38页 |
| 1.1 DNA甲基化的维持与从头建立 | 第11-16页 |
| 1.1.1 DNA甲基化模式的维持 | 第11-14页 |
| 1.1.2 DNA甲基化模式的从头建立 | 第14-16页 |
| 1.2 DNA去甲基化 | 第16-29页 |
| 1.2.1 基因组DNA主动去甲基化 | 第17-18页 |
| 1.2.2 DNA主动去甲基化酶的历史研究 | 第18页 |
| 1.2.3 利用碱基切除修复实现DNA去甲基化 | 第18-21页 |
| 1.2.4 利用核苷酸切除修复实现去甲基化 | 第21-22页 |
| 1.2.5 DNA氧化去甲基化 | 第22-29页 |
| 1.3 DNA氧化去甲基化的调节机制 | 第29-32页 |
| 1.3.1 调节TET蛋白对底物的选择性与结合能力 | 第29-30页 |
| 1.3.2 TET蛋白翻译后修饰 | 第30-31页 |
| 1.3.3 调节细胞内辅因子浓度 | 第31-32页 |
| 1.4 5mC氧化产物在基因组上的分布 | 第32-35页 |
| 1.4.1 研究基因组上5mC氧化产物分布的方法 | 第32页 |
| 1.4.2 5mC氧化产物在基因启动子区域的分布 | 第32-33页 |
| 1.4.3 5mC氧化产物在基因内部的分布 | 第33页 |
| 1.4.4 5mC氧化产物在基因远端调控区域的分布 | 第33-35页 |
| 1.5 本研究的内容与意义 | 第35-38页 |
| 第2章 研究方法与材料 | 第38-78页 |
| 2.1 实验材料 | 第38-44页 |
| 2.1.1 cDNA与质粒 | 第38页 |
| 2.1.2 菌株 | 第38页 |
| 2.1.3 细胞系 | 第38-39页 |
| 2.1.4 分子克隆试剂 | 第39页 |
| 2.1.5 大肠杆菌培养试剂 | 第39-40页 |
| 2.1.6 稳定重同位素标记细胞所用试剂 | 第40页 |
| 2.1.7 合成带修饰的DNA片段 | 第40页 |
| 2.1.8 质谱样品处理试剂 | 第40-41页 |
| 2.1.9 Western免疫印迹试剂 | 第41页 |
| 2.1.10 免疫荧光染色试剂 | 第41-42页 |
| 2.1.11 抗体 | 第42页 |
| 2.1.12 重组蛋白纯化试剂 | 第42页 |
| 2.1.13 电泳迁移实验试剂 | 第42-43页 |
| 2.1.14 染色质/DNA免疫沉淀实验所用试剂 | 第43-44页 |
| 2.1.15 重亚硫酸盐测序试剂 | 第44页 |
| 2.2 实验方法 | 第44-78页 |
| 2.2.1 细胞培养与细胞系的建立 | 第44-51页 |
| 2.2.2 基于SILAC辅助的DNA pull-down实验 | 第51-54页 |
| 2.2.3 质谱样品处理 | 第54-55页 |
| 2.2.4 质谱鉴定及定量分析 | 第55-56页 |
| 2.2.5 基因克隆与质粒构建 | 第56-60页 |
| 2.2.6 重组蛋白的表达与纯化 | 第60-61页 |
| 2.2.7 电泳迁移实验 | 第61-62页 |
| 2.2.8 SALL4A免疫沉淀 | 第62-63页 |
| 2.2.9 提取小鼠胚胎干细胞基因组DNA | 第63页 |
| 2.2.10 染色质免疫沉淀 | 第63-67页 |
| 2.2.11 DNA免疫沉淀 | 第67-69页 |
| 2.2.12 ChIP/DIP-seq数据分析 | 第69-71页 |
| 2.2.13 反转录荧光实时定量PCR和ChIP/DIP-qPCR | 第71-73页 |
| 2.2.14 免疫荧光染色 | 第73-74页 |
| 2.2.15 重亚硫酸盐测序 | 第74页 |
| 2.2.16 GlucMS-qPCR | 第74-75页 |
| 2.2.17 胚胎干细胞基因表达谱分析 | 第75页 |
| 2.2.18 免疫共沉淀实验 | 第75-78页 |
| 第3章 研究结果 | 第78-108页 |
| 3.1 鉴定胚胎干细胞特异的5hmC结合蛋白 | 第78-85页 |
| 3.1.1 利用SILAC技术辅助的DNA pull-down鉴定5hmC结合蛋白 | 第78-82页 |
| 3.1.2 SATB1在体外特异性的结合带有5hmC的DNA | 第82页 |
| 3.1.3 SALL1和SALL4在体外倾向于结合5hmC | 第82-85页 |
| 3.2 SALL1和SALL4在基因组上的分布依赖于TET1 | 第85-96页 |
| 3.2.1 SALL1和SALL4A主要定位在基因的远端调控区域 | 第85-91页 |
| 3.2.2 SALL1和SALL4A在基因组上的分布依赖于TET1 | 第91-96页 |
| 3.3 SALL4A促进其结合位点上的5hmC被进一步氧化 | 第96-108页 |
| 3.3.1 SALL1和SALL4A结合位点上的5hmC被进一步氧化 | 第96-100页 |
| 3.3.2 敲除SALL4导致其结合位点上5hmC的进一步氧化受阻 | 第100-104页 |
| 3.3.3 SALL4A调节TET1在SALL4A结合位点上的定位 | 第104-108页 |
| 第4章 讨论 | 第108-112页 |
| 4.1 SALL4A促进5hmC进一步氧化的作用方式 | 第108-109页 |
| 4.2 SALL4A与TET1共同调节其结合位点上DNA修饰状态 | 第109-110页 |
| 4.3 SALL4A调控DNA修饰状态的生物学功能 | 第110-112页 |
| 参考文献 | 第112-132页 |
| 致谢 | 第132-134页 |
| 论文发表 | 第134-135页 |
