| 前言 | 第4-6页 |
| 中文摘要 | 第6-9页 |
| Abstract | 第9-11页 |
| 英文缩略词表 | 第16-18页 |
| 第1章 研究背景 | 第18-32页 |
| 1.1 引言 | 第18页 |
| 1.2 miRNA的基因结构及生物合成 | 第18-22页 |
| 1.2.1 miRNA基因转录和转录产物剪切 | 第19-21页 |
| 1.2.2 miRNA前体的转运出核 | 第21页 |
| 1.2.3 miRNA转运出核后PRE-miRNA分子剪切和miRNA成熟过程 | 第21-22页 |
| 1.3 miRNA分子发挥生物学作用的潜在分子机制 | 第22-23页 |
| 1.4 miRNA与肿瘤 | 第23-27页 |
| 1.4.1 miRNA与肿瘤的发生 | 第23-24页 |
| 1.4.2 miRNA与肿瘤干细胞（CSC）的潜在关联 | 第24页 |
| 1.4.3 肿瘤相关的miRNA信号传导 | 第24-25页 |
| 1.4.4 miRNA在肿瘤血管生成中的作用 | 第25-26页 |
| 1.4.5 miRNA在肿瘤播散转移过程中的作用 | 第26页 |
| 1.4.6 miRNA在肿瘤耐药进程中的作用和地位 | 第26-27页 |
| 1.5 miRNA分子用药肿瘤诊断和治疗评价 | 第27-28页 |
| 1.5.1 miRNA分子与恶性肿瘤诊断 | 第27-28页 |
| 1.5.2 miRNA分子与恶性肿瘤精准治疗 | 第28页 |
| 1.6 脑胶质瘤与miRNA | 第28-32页 |
| 1.6.1 miRNA分子在恶性神经胶质瘤中的表达情况 | 第28-29页 |
| 1.6.2 miRNA分子在脑胶质瘤分子病理诊断中的作用 | 第29-30页 |
| 1.6.3 miRNA分子在胶质瘤治疗中的作用 | 第30-31页 |
| 1.6.4 miRNA分子在胶质瘤预后判断中的作用 | 第31-32页 |
| 第2章 miRNA3885P在脑胶质瘤中的表达与临床意义 | 第32-42页 |
| 2.1 实验材料 | 第33-34页 |
| 2.1.1 主要实验耗材和常规试剂 | 第33-34页 |
| 2.1.2 实验仪器及设备 | 第34页 |
| 2.2 常规检测技术 | 第34-38页 |
| 2.2.1 临床标本的组织病理学检测 | 第34-35页 |
| 2.2.2 临床标本样本的收集与保存 | 第35页 |
| 2.2.3 临床样本总RNA提取 | 第35页 |
| 2.2.4 实时荧光定量PCR | 第35-37页 |
| 2.2.5 统计学分析 | 第37-38页 |
| 2.3 实验结果 | 第38-39页 |
| 2.3.1 RT-PCR分析 | 第38-39页 |
| 2.4 讨论 | 第39-42页 |
| 第3章 miRNA3885P调控胶质瘤増殖与侵袭的体外机制研究 | 第42-64页 |
| 3.1 实验材料 | 第42-43页 |
| 3.1.1 主要试剂 | 第42-43页 |
| 3.1.2 实验仪器及设备 | 第43页 |
| 3.2 实验方法 | 第43-54页 |
| 3.2.1 细胞培养 | 第43-45页 |
| 3.2.2 细胞转染 | 第45页 |
| 3.2.3 细胞克隆形成实验 | 第45-47页 |
| 3.2.4 胶质瘤细胞增殖检测（CCK-8 染色法） | 第47-48页 |
| 3.2.5 细胞周期的单染检测方法 | 第48-49页 |
| 3.2.6 胶质瘤细胞侵袭实验 | 第49-50页 |
| 3.2.7 结合位点预测分析 | 第50页 |
| 3.2.8 荧光素酶报告基因实验 | 第50-51页 |
| 3.2.9 WESTERN BLOT | 第51-53页 |
| 3.2.10 统计学分析 | 第53-54页 |
| 3.3 实验结果 | 第54-60页 |
| 3.3.1 miR3385P对胶质瘤细胞增殖能力的影响生长情况 | 第54页 |
| 3.3.2 MIR3385P影响胶质瘤的细胞周期 | 第54-56页 |
| 3.3.3 细胞侵袭实验结果 | 第56-57页 |
| 3.3.4 作用位点预测及双荧光素酶报告基因实验结果 | 第57页 |
| 3.3.5 WESTERN BLOT检测靶基因CTBP2的表达水平和变化趋势 | 第57-59页 |
| 3.3.6 胶质瘤细胞内的MIR3385P诱导CTBP2介导细胞增殖和侵袭的抑制 | 第59-60页 |
| 4 讨论 | 第60-64页 |
| 第4章 应用噬菌体展示技术筛选CTBP2特异性亲和多肽 | 第64-78页 |
| 4.1 实验材料和研究方法 | 第66-73页 |
| 4.1.1 实验材料和检测仪器 | 第66-67页 |
| 4.1.2 实验试剂和配液 | 第67-68页 |
| 4.1.3 实验方法 | 第68-73页 |
| 4.2 实验检测结果 | 第73-76页 |
| 4.2.1 合成CTBP2亲和短肽 | 第73-74页 |
| 4.2.2 应用CTBP2亲和肽进行噬菌体肽库筛选 | 第74-75页 |
| 4.2.3 特异性亲和短肽的氨基酸序列分析 | 第75-76页 |
| 4.2.4 噬菌体肽段和CTBP2特异序列肽解离常数（KD值）的测定 | 第76页 |
| 4.3 结果分析与讨论 | 第76-78页 |
| 第5章 多肽核素标记及SPECT显像研究 | 第78-86页 |
| 5.1 实验材料与方法 | 第78页 |
| 5.1.1 实验材料与试剂 | 第78页 |
| 5.2 实验材料和研究方法 | 第78-80页 |
| 5.2.1 ~(99M)Tc-HYNIC-TCB(TRICINE)(TPPTS)的制备 | 第78-79页 |
| 5.2.2 荷瘤鼠模型的SPECT扫描显像 | 第79页 |
| 5.2.3 荷瘤裸鼠体内~(99M)Tc标记HYNIC-TCB的放射性分布（生物学分布） | 第79-80页 |
| 5.3 体内和体外实验结果 | 第80-82页 |
| 5.3.1 高效液相方法测定放射性药物标记率 | 第80页 |
| 5.3.2 荷瘤鼠SPECT扫描结果 | 第80-81页 |
| 5.3.3 ~(99M)Tc-HYNIC-TCB在荷瘤裸鼠体内生物分布 | 第81-82页 |
| 5.4 讨论 | 第82-84页 |
| 第6章 结论 | 第84-86页 |
| 参考文献 | 第86-96页 |
| 作者简介 | 第96-98页 |
| 攻读博士期间科研成果 | 第98-100页 |
| 致谢 | 第100页 |
