| 摘要 | 第8-11页 |
| Abstract | 第11-14页 |
| 缩略词(ABBREVIATION) | 第15-18页 |
| 第一章 文献综述 | 第18-45页 |
| 1.1 肠外致病性大肠杆菌(EXPEC)病原学研究进展 | 第18-30页 |
| 1.1.1 大肠杆菌简介 | 第18页 |
| 1.1.2 大肠杆菌的分群 | 第18-19页 |
| 1.1.3 大肠杆菌分型 | 第19-21页 |
| 1.1.4 ExPEC的毒力(相关)因子 | 第21-25页 |
| 1.1.5 ExPEC的致病机理 | 第25-27页 |
| 1.1.6 ExPEC的感染临床症状和病理变化 | 第27-28页 |
| 1.1.7 ExPEC感染的流行病学分析 | 第28-30页 |
| 1.1.8 ExPEC的诊断、预防和治疗 | 第30页 |
| 1.2 大肠杆菌生物被膜研究进展 | 第30-37页 |
| 1.2.1 细菌生物被膜概述 | 第30-31页 |
| 1.2.2 生物被膜的危害 | 第31-32页 |
| 1.2.3 大肠杆菌生物被膜形成相关因子的研究 | 第32-35页 |
| 1.2.4 生物被膜细菌与悬浮细菌的生物学比较 | 第35页 |
| 1.2.5 生物被膜的控制和消除 | 第35-36页 |
| 1.2.6 展望或结语 | 第36-37页 |
| 1.3 细菌多药外排泵研究进展 | 第37-44页 |
| 1.3.1 前言 | 第37页 |
| 1.3.2 多药外排泵的组成 | 第37-40页 |
| 1.3.3 多药外排泵的调控研究进展 | 第40页 |
| 1.3.4 多药外排泵AcrAB-TolC在细菌生理活动中的作用 | 第40-42页 |
| 1.3.5 多药外排泵抑制剂研究进展 | 第42-43页 |
| 1.3.6 多重耐药外排泵研究展望 | 第43-44页 |
| 1.4 本研究的目的和意义 | 第44-45页 |
| 第二章 TolC在ExPEC生物被膜形成中的功能研究 | 第45-88页 |
| 2.1 前言 | 第45页 |
| 2.2 材料与方法 | 第45-62页 |
| 2.2.1 菌株与载体 | 第45-48页 |
| 2.2.2 主要试剂、主要仪器和设备 | 第48-51页 |
| 2.2.3 大肠杆菌χ7213感受态细胞的制备 | 第51-52页 |
| 2.2.4 质粒的小量制备 | 第52页 |
| 2.2.5 tolC缺失突变株及其回复补偿株的构建 | 第52-58页 |
| 2.2.5.1 细菌基因组DNA的制备 | 第52页 |
| 2.2.5.2 PCR引物设计与合成 | 第52-53页 |
| 2.2.5.3 缺失突变株的构建 | 第53-56页 |
| 2.2.5.4 tolC回复补偿株的构建 | 第56-58页 |
| 2.2.6 细菌生长曲线的测定 | 第58页 |
| 2.2.7 试验菌株对抗菌药物最小抑菌浓度的测定(MIC测定) | 第58页 |
| 2.2.8 细菌生物被膜形成能力的测定 | 第58-59页 |
| 2.2.9 细菌运动性的测定 | 第59页 |
| 2.2.10 生物被膜细菌在扫描电子显微镜下形态观察 | 第59页 |
| 2.2.11 细菌curli菌毛和纤维素生物合成能力的测定 | 第59-60页 |
| 2.2.12 不同渗透压对试验菌株生物被膜形成能力的影响 | 第60页 |
| 2.2.13 不同培养基成分对试验菌株生物被膜形成能力的影响 | 第60页 |
| 2.2.14 实时荧光定量PCR(qRT-PCR)检测试验菌株基因的转录水平 | 第60-61页 |
| 2.2.14.1 细菌RNA的提取 | 第60页 |
| 2.2.14.2 逆转录反应 | 第60-61页 |
| 2.2.14.3 实时荧光定量PCR | 第61页 |
| 2.2.15 细菌外膜完整性的透射电镜(TEM)观察 | 第61页 |
| 2.2.16 TRANS-WELL试验 | 第61-62页 |
| 2.2.17 CpxR,OmpR,TolC缺失株的生物被膜形成能力比较 | 第62页 |
| 2.3. 结果与分析 | 第62-84页 |
| 2.3.1 缺失株和回补株的构建 | 第62-65页 |
| 2.3.2 MIC测定 | 第65-66页 |
| 2.3.3 生长曲线 | 第66-68页 |
| 2.3.4 WT和ΔtolC菌株生物被膜形成能力比较 | 第68-70页 |
| 2.3.5 M9培养基中curli菌毛和cellulose生物合成能力的比较 | 第70-72页 |
| 2.3.6 电子扫描显微镜(SEM)下细菌表面形态的比较 | 第72-73页 |
| 2.3.7 1/2M9培养基中生物被膜的形成能力、curli形成能力的比较 | 第73-74页 |
| 2.3.8 在不同培养基成分中生物被膜形成能力的比较 | 第74-76页 |
| 2.3.9 不同氯化钠和蔗糖浓度对生物被膜形成的影响 | 第76-78页 |
| 2.3.10 qRT-PCR检测curli和cellulose合成相关基因的表达 | 第78-80页 |
| 2.3.11 细菌外膜完整性的比较 | 第80-81页 |
| 2.3.12 Trans-well | 第81-82页 |
| 2.3.13 CpxR及OmpR缺失株与TolC缺失株生物被膜形成能力的比较 | 第82-84页 |
| 2.4 讨论 | 第84-87页 |
| 2.5 本章小结 | 第87-88页 |
| 第三章 TolC缺失对ExPEC致病性的影响 | 第88-106页 |
| 3.1 前言 | 第88页 |
| 3.2 材料和方法 | 第88-93页 |
| 3.2.1 菌株、细胞和培养基 | 第88-89页 |
| 3.2.2 主要仪器和设备 | 第89页 |
| 3.2.3 主要试剂 | 第89-90页 |
| 3.2.4 curli形成能力的比较 | 第90页 |
| 3.2.5 细胞感染实验中细菌的准备 | 第90页 |
| 3.2.6 细菌的细胞粘附和侵袭试验 | 第90页 |
| 3.2.7 细菌在巨噬细胞存活试验 | 第90-91页 |
| 3.2.9 小鼠感染试验 | 第91页 |
| 3.2.10 组织病理学观察 | 第91页 |
| 3.2.11 蛋白质组学比较 | 第91-93页 |
| 3.2.11.1 菌体的培养与及破碎 | 第91-92页 |
| 3.2.11.2 膜蛋白的提取 | 第92页 |
| 3.2.11.3 蛋白定量 | 第92页 |
| 3.2.11.4 双向电泳 | 第92页 |
| 3.2.11.5 凝胶染色 | 第92-93页 |
| 3.2.11.6 凝胶图像扫描 | 第93页 |
| 3.2.11.7 胶内酶解及Ziptip脱盐 | 第93页 |
| 3.2.11.8 MaWi-TOF-TOF | 第93页 |
| 3.3 结果与分析 | 第93-103页 |
| 3.3.1 curli菌毛形成能力的比较 | 第93-94页 |
| 3.3.2 ΔtolC株对上皮细胞和巨噬细胞的粘附和侵袭能力下降 | 第94-97页 |
| 3.3.3 ΔtolC株在巨噬细胞中的存活能力下降 | 第97-98页 |
| 3.3.4 ΔtolC株在小鼠感染试验中毒力下降 | 第98-100页 |
| 3.3.5 组织病理学损伤比较 | 第100-102页 |
| 3.3.6 WT菌株与ΔtolC株的外膜蛋白质组学比较 | 第102-103页 |
| 3.4 讨论 | 第103-105页 |
| 3.5 本章小结 | 第105-106页 |
| 第四章 TolC缺失对ExPEC在高渗环境下存活能力的影响 | 第106-114页 |
| 4.1 前言 | 第106页 |
| 4.2 材料和方法 | 第106-107页 |
| 4.2.1 菌株和培养 | 第106-107页 |
| 4.2.2 TolC缺失对ExPEC在高浓度的NaCl和蔗糖下存活能力的影响 | 第107页 |
| 4.2.3 外排泵抑制剂CCCP对ExPEC在高渗环境下存活能力的影响 | 第107页 |
| 4.2.4 CCCP对ExPEC生物被膜形成的影响 | 第107页 |
| 4.2.5 活菌计数 | 第107页 |
| 4.2.6 统计分析 | 第107页 |
| 4.3 结果 | 第107-112页 |
| 4.4 讨论 | 第112-113页 |
| 4.5 本章小结 | 第113-114页 |
| 全文总结 | 第114-115页 |
| 参考文献 | 第115-137页 |
| 已发表文章 | 第137-138页 |
| 附录：个人简历 | 第138-139页 |
| 致谢 | 第139页 |
