| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-9页 |
| 英文缩略词中英文注释表 | 第18-19页 |
| 第一章 绪论 | 第19-27页 |
| 1.1. 概述 | 第19-21页 |
| 1.2. HIV-1 的背景介绍 | 第21-23页 |
| 1.2.1. HIV-1 的病原学特征 | 第21-22页 |
| 1.2.2. HIV-1 的基因组结构 | 第22页 |
| 1.2.3. HIV-1 的形态特征 | 第22页 |
| 1.2.4. HIV-1 的生物学特征 | 第22-23页 |
| 1.2.5. HIV-1 感染的潜伏状态 | 第23页 |
| 1.3. HIV-1 特异性CTL在HIV-1 感染中的作用 | 第23-24页 |
| 1.3.1. CTL在HIV-1 感染中所起的作用 | 第23-24页 |
| 1.3.2. CTL优势表位 | 第24页 |
| 1.4. 检测HIV-1 特异性CTL应答功能的方法 | 第24-25页 |
| 1.5. HLA-I类等位基因对HIV-1 感染的影响 | 第25-26页 |
| 1.6. HIV-1 中和抗体 | 第26页 |
| 1.7. NK细胞介导的免疫抑制作用 | 第26-27页 |
| 第二章 研究目的、方法、设计方案及意义 | 第27-31页 |
| 2.1. 研究目的 | 第27页 |
| 2.2. 研究方法 | 第27-28页 |
| 2.3. 实验设计方案 | 第28-29页 |
| 2.3.1. 建立不同抗原肽刺激方式对HIV-1 特异性CTL增殖影响的方法 | 第28页 |
| 2.3.2. 不同表位特异性的CTL抗病毒能力 | 第28-29页 |
| 2.3.3. 识别相同抗原表位特异性CTL具有不同的HIV-1 抑制能力的机制研究 | 第29页 |
| 2.3.4. 细胞免疫和抗体免疫抑制HIV-1 在CD4~+ T细胞中复制的相对贡献和协同作用 | 第29页 |
| 2.4. 研究意义 | 第29-31页 |
| 第三章 建立不同抗原肽刺激方式对HIV-1 特异性CTL增殖影响的方法 | 第31-45页 |
| 3.1. 试剂材料与仪器 | 第31-32页 |
| 3.1.1. 研究对象 | 第31页 |
| 3.1.2. 实验试剂和耗材 | 第31-32页 |
| 3.1.3. 实验仪器 | 第32页 |
| 3.2. 相关溶液的配制 | 第32-33页 |
| 3.2.1. 台盼蓝母液的配制 | 第32-33页 |
| 3.2.2. PBS的配制（1000 ml） | 第33页 |
| 3.2.3. CFSE试剂配制 | 第33页 |
| 3.3. 实验方法 | 第33-37页 |
| 3.3.1. PBMCs的分离 | 第33-34页 |
| 3.3.2. CFSE荧光标记细胞 | 第34-35页 |
| 3.3.3. 磁珠分选CD8~+ T细胞 | 第35页 |
| 3.3.4. HIV-1 特异性CD8~+ T细胞四聚体（Tetramer）染色 | 第35-36页 |
| 3.3.5. 台盼蓝染色法鉴定细胞死活数以及细胞计数 | 第36页 |
| 3.3.6. 体外刺激CD8~+ T细胞的增殖实验 | 第36-37页 |
| 3.3.7. 统计学处理 | 第37页 |
| 3.4. 实验结果 | 第37-42页 |
| 3.4.1. PBMCs的分离 | 第37-38页 |
| 3.4.2. 流式实验分析 | 第38页 |
| 3.4.3. 不添加IL-2 培养条件下不同肽刺激方式对CD8~+ T细胞体外增殖的影响 | 第38-40页 |
| 3.4.4. 添加IL-2 培养条件下不同肽刺激方式对CD8~+ T细胞体外增殖的影响 | 第40-42页 |
| 3.5. 讨论 | 第42-45页 |
| 第四章 不同表位特异性的CTL抗病毒的能力 | 第45-57页 |
| 4.1. 试剂材料与仪器 | 第45-46页 |
| 4.1.1. 研究对象 | 第45页 |
| 4.1.2. 实验用细胞 | 第45页 |
| 4.1.3. 实验试剂和耗材 | 第45-46页 |
| 4.1.4. 实验仪器 | 第46页 |
| 4.2. 相关溶液的配制 | 第46-48页 |
| 4.2.1. R10/50 培养基配制 | 第46-47页 |
| 4.2.2. 双抗的配制 | 第47页 |
| 4.2.3. 人白细胞介素-2（IL-2）的配制 | 第47页 |
| 4.2.4. Tris缓冲液的配制（1000ml） | 第47页 |
| 4.2.5. 1%胎牛血清（1%FBS）的配制 | 第47-48页 |
| 4.2.6. 四唑氮蓝（NBT）和对甲苯胺蓝（BCIP）显色试剂的配制 | 第48页 |
| 4.3. 实验方法 | 第48-52页 |
| 4.3.1. PBMCs的解冻 | 第48页 |
| 4.3.2. B细胞的转化 | 第48-49页 |
| 4.3.2.1. 提取EBV | 第48页 |
| 4.3.2.2. 转化淋巴细胞 | 第48-49页 |
| 4.3.3. 饲养细胞的准备 | 第49页 |
| 4.3.4. 体外培养产生CTL克隆细胞 | 第49-50页 |
| 4.3.4.1. 有限稀释法获得CTL单克隆细胞 | 第49-50页 |
| 4.3.4.2. 抗体再刺激单克隆细胞 | 第50页 |
| 4.3.4.3. 细胞计数 | 第50页 |
| 4.3.5. 特异性CTL克隆细胞的抗病毒活性 | 第50-52页 |
| 4.3.6. 表面分子染色以及脱颗粒实验 | 第52页 |
| 4.4. 实验结果 | 第52-55页 |
| 4.4.1. 单克隆细胞的获取 | 第52页 |
| 4.4.2. 酶联免疫斑点法（IFNγ-ELISpot）最佳表位实验结果的判读 | 第52-53页 |
| 4.4.3. 细胞毒实验检测CTL单克隆细胞杀伤能力 | 第53-54页 |
| 4.4.4. HIV-1 特异性的CTL克隆细胞杀伤活性的脱颗粒实验 | 第54-55页 |
| 4.5. 讨论 | 第55-57页 |
| 第五章 相同抗原表位特异性的CTL克隆具有不同的HIV-1 抑制能力的机制研究 | 第57-76页 |
| 5.1. 试剂材料与仪器 | 第57-59页 |
| 5.1.1. 研究对象 | 第57页 |
| 5.1.2. 实验病毒 | 第57-58页 |
| 5.1.3. 实验试剂和耗材 | 第58页 |
| 5.1.4. 实验仪器 | 第58-59页 |
| 5.2. 相关溶液的配制 | 第59-60页 |
| 5.2.1. 提取RNA相关试剂的准备 | 第59页 |
| 5.2.2. TAE电泳缓冲液的配制 | 第59-60页 |
| 5.3. 实验方法 | 第60-67页 |
| 5.3.1. 外周血PBMCs的分离 | 第60页 |
| 5.3.2. 铬51释放实验 | 第60页 |
| 5.3.3. IFN-γ 酶联免疫斑点实验（IFN-γElispot assay） | 第60页 |
| 5.3.4. 获取CTL单克隆细胞 | 第60页 |
| 5.3.5. 流式细胞术 | 第60页 |
| 5.3.6. TCR的 α 链和 β 链序列的扩增 | 第60-64页 |
| 5.3.6.1. HIV-1 特异性CD8~+ T细胞的分选 | 第60页 |
| 5.3.6.2. 5’RACE步骤 | 第60-64页 |
| 5.3.7. TCR的 α 链和 β 链序列T克隆 | 第64-65页 |
| 5.3.8. 病毒抑制实验 | 第65-67页 |
| 5.3.8.1. 磁珠分离CD4~+ T细胞和CD8~+ T细胞 | 第65-66页 |
| 5.3.8.2. 靶细胞感染（CD4~+ T细胞） | 第66页 |
| 5.3.8.3. 效应细胞的准备（CD8~+ T细胞） | 第66页 |
| 5.3.8.4. 建立抑制实验培养体系 | 第66-67页 |
| 5.3.8.5. 收获细胞 | 第67页 |
| 5.3.8.6. 病毒抑制实验模式图 | 第67页 |
| 5.4. 实验结果 | 第67-73页 |
| 5.4.1. 流式结果分析 | 第67-68页 |
| 5.4.2. B*27- KK10特异性CTL有助于控制病毒复制 | 第68-69页 |
| 5.4.3. CTL的9个克隆的TCRα 链和 β 链的结果分析 | 第69-70页 |
| 5.4.4. TCR的不同导致CTL单克隆细胞抗病毒能力的不同 | 第70-71页 |
| 5.4.5. 高分泌MIP-1β 的CTL克隆可显著抑制HIV-1 病毒复制 | 第71-72页 |
| 5.4.6. Vβ15 克隆型E501对X4和R5病毒及其突变株的抑制作用 | 第72-73页 |
| 5.5 讨论 | 第73-76页 |
| 第六章 细胞免疫和抗体免疫抑制HIV-1在CD4~+ T细胞中复制的相对贡献和协同作用 | 第76-87页 |
| 6.1. 试剂材料与仪器 | 第76-78页 |
| 6.1.1. 研究对象 | 第76页 |
| 6.1.2. 实验抗体 | 第76页 |
| 6.1.3. 实验病毒 | 第76页 |
| 6.1.4. 实验试剂和耗材 | 第76-77页 |
| 6.1.5. 实验仪器 | 第77-78页 |
| 6.2. 相关溶液的配制 | 第78页 |
| 6.3. 实验方法 | 第78-80页 |
| 6.3.1. 外周血PBMCs的分离 | 第78页 |
| 6.3.2. 磁珠法分离CD8~+ T细胞和自然杀伤细胞（NK） | 第78页 |
| 6.3.3. 流式细胞术 | 第78页 |
| 6.3.4. 病毒滴定实验 | 第78-79页 |
| 6.3.5. 抗体中和实验 | 第79-80页 |
| 6.3.5.1. 靶细胞的准备 | 第79页 |
| 6.3.5.2. 抗体的准备 | 第79页 |
| 6.3.5.3. 中和实验 | 第79-80页 |
| 6.3.5.4. 中和实验模式图 | 第80页 |
| 6.3.6. 抗体依赖的细胞介导病毒抑制实验（ADCVI） | 第80页 |
| 6.3.7. 统计处理 | 第80页 |
| 6.4. 实验结果 | 第80-84页 |
| 6.4.1. 流式细胞术检测细胞浓度 | 第80-81页 |
| 6.4.2. 中和抗体b12的中和实验 | 第81-82页 |
| 6.4.3. CTL抑制HIV-1 病毒的复制 | 第82-84页 |
| 6.4.4. 通过ADCVI抑制HIV-1 复制 | 第84页 |
| 6.5 讨论 | 第84-87页 |
| 第七章 主要结论与展望 | 第87-88页 |
| 7.1 主要结论 | 第87页 |
| 7.2 展望 | 第87-88页 |
| 参考文献 | 第88-94页 |
| 致谢 | 第94-95页 |
| 攻读硕士学位期间发表的学术论文、获奖及参加会议 | 第95页 |
| 一、发表论文情况 | 第95页 |
| 二、获奖情况 | 第95页 |
| 三、参加会议情况 | 第95页 |
