| 摘要 | 第9-11页 |
| Abstract | 第11-12页 |
| 第一章 文献综述 | 第13-22页 |
| 1 MSTN基因 | 第13-17页 |
| 1.1 MSTN基因的发现 | 第13页 |
| 1.2 MSTN基因的结构 | 第13-14页 |
| 1.3 MSTN基因的生物学功能 | 第14-16页 |
| 1.3.1 MSTN基因对骨骼肌的影响 | 第14-15页 |
| 1.3.2 MSTN基因对脂肪组织的影响 | 第15-16页 |
| 1.3.3 MSTN基因的其他功能 | 第16页 |
| 1.4 MSTN基因的作用机制及信号传导 | 第16-17页 |
| 1.4.1 MSTN基因的作用机制 | 第16页 |
| 1.4.2 MSTN基因的信号传导 | 第16-17页 |
| 2 MyoD基因 | 第17-18页 |
| 3 真核生物的基因转录调控 | 第18-21页 |
| 3.1 启动子 | 第19-20页 |
| 3.2 转录因子 | 第20页 |
| 3.3 启动子与转录因子相互作用的研究方法 | 第20-21页 |
| 4 研究的目的与意义 | 第21-22页 |
| 第二章 关岭牛MSTN基因启动子区转录因子结合位点的筛选 | 第22-36页 |
| 1 材料与方法 | 第22-28页 |
| 1.1 实验材料 | 第22-24页 |
| 1.1.1 实验样品 | 第22页 |
| 1.1.2 实验试剂 | 第22-23页 |
| 1.1.3 实验仪器 | 第23页 |
| 1.1.4 常用试剂的配制 | 第23-24页 |
| 1.2 实验方法 | 第24-28页 |
| 1.2.1 关岭牛组织DNA的提取 | 第24页 |
| 1.2.2 关岭牛MSTN基因启动子的克隆 | 第24页 |
| 1.2.3 pUCm-T-MSTN-pro重组质粒的构建和鉴定 | 第24-25页 |
| 1.2.4 关岭牛MSTN基因启动子区转录因子结合位点的筛选 | 第25-28页 |
| 1.2.5 实验数据处理 | 第28页 |
| 2 结果与分析 | 第28-33页 |
| 2.1 关岭牛组织DNA的提取 | 第28页 |
| 2.2 MSTN基因启动子的克隆 | 第28-29页 |
| 2.3 pUCm-T-MSTN-pro重组质粒的构建和鉴定 | 第29-30页 |
| 2.4 关岭牛MSTN基因启动子区目的片段和细胞核提取物的浓度测定 | 第30页 |
| 2.5 关岭牛MSTN基因启动子区转录因子结合位点的筛选 | 第30-33页 |
| 2.5.1 利用Promoter-Binding TF Profiling Assay Ⅱ试剂盒筛选MSTN基因启动子区转录因子结合位点 | 第30-31页 |
| 2.5.2 MSTN基因启动子序列生物信息学分析 | 第31-33页 |
| 3 讨论 | 第33-35页 |
| 4 小结 | 第35-36页 |
| 第三章 转录因子MyoD对关岭牛MSTN基因启动子活性的影响 | 第36-51页 |
| 1 材料与方法 | 第36-44页 |
| 1.1 实验材料 | 第36-37页 |
| 1.1.1 实验样品 | 第36页 |
| 1.1.2 实验试剂 | 第36-37页 |
| 1.1.3 实验仪器 | 第37页 |
| 1.1.4 常用试剂的配制 | 第37页 |
| 1.2 实验方法 | 第37-44页 |
| 1.2.1 组织RNA的提取及反转录 | 第37-38页 |
| 1.2.2 MyoD基因CDS区的克隆及与pcDNA3.1(+)载体的连接 | 第38页 |
| 1.2.3 大肠杆菌DH5α感受态细胞的制备 | 第38-39页 |
| 1.2.4 重组质粒pcDNA3.1(+)-MyoD的构建 | 第39页 |
| 1.2.5 重组报告载体PGL3-MSTN-Pro的构建 | 第39-40页 |
| 1.2.6 重组质粒的提取 | 第40-41页 |
| 1.2.7 关岭牛MyoD基因CDS区的生物信息学分析 | 第41页 |
| 1.2.8 小鼠C2C12细胞的培养 | 第41-42页 |
| 1.2.9 转录因子MyoD对PGL3-MSTN-Pro活性的影响 | 第42-44页 |
| 2 结果与分析 | 第44-50页 |
| 2.1 关岭牛MyoD基因CDS区的克隆 | 第44-45页 |
| 2.2 重组质粒的鉴定 | 第45-47页 |
| 2.2.1 重组质粒pcDNA3.1(+)-MyoD的鉴定 | 第45-46页 |
| 2.2.2 重组报告载体PGL3-MSTN-Pro的鉴定 | 第46-47页 |
| 2.3 关岭牛MyoD基因CDS区的生物信息学分析 | 第47-48页 |
| 2.4 荧光素酶报告基因活性检测 | 第48-50页 |
| 2.4.1 细胞的转染效率 | 第48-49页 |
| 2.4.2 双荧光素酶活性检测结果 | 第49-50页 |
| 3 讨论 | 第50页 |
| 4 小结 | 第50-51页 |
| 第四章 关岭牛MyoD基因原核表达载体的构建及生物信息学分析 | 第51-60页 |
| 1 材料与方法 | 第51-52页 |
| 1.1 实验材料 | 第51页 |
| 1.1.1 实验样品 | 第51页 |
| 1.1.2 实验试剂 | 第51页 |
| 1.1.3 实验仪器 | 第51页 |
| 1.1.4 常用试剂的配制 | 第51页 |
| 1.2 实验方法 | 第51-52页 |
| 1.2.1 关岭牛MyoD基因CDS区的克隆 | 第51-52页 |
| 1.2.2 关岭牛MyoD基因CDS区片段与PET32a（+）载体连接 | 第52页 |
| 1.2.3 大肠杆菌表达感受态细胞BL21（DE3）的制备 | 第52页 |
| 1.2.4 MyoD基因原核表达载体的构建 | 第52页 |
| 1.2.5 重组质粒菌种的保存 | 第52页 |
| 1.2.6 MyoD基因CDS区的生物信息学分析 | 第52页 |
| 2 结果与分析 | 第52-58页 |
| 2.1 重组载体PET32a(+)-MyoD的鉴定结果 | 第52-53页 |
| 2.2 关岭牛MyoD基因CDS区的生物信息学分析 | 第53-57页 |
| 2.2.1 MyoD基因CDS区的序列分析 | 第53-54页 |
| 2.2.2 MyoD蛋白理化性质分析 | 第54页 |
| 2.2.3 MyoD蛋白二级结构分析 | 第54-56页 |
| 2.2.4 MyoD蛋白结构域预测 | 第56页 |
| 2.2.5 MyoD蛋白的定位预测 | 第56-57页 |
| 2.3 PET-32a(+)-MyoD重组载体的分析 | 第57-58页 |
| 3 讨论 | 第58-59页 |
| 4 小结 | 第59-60页 |
| 第五章 关岭牛MyoD基因原核表达及纯化 | 第60-73页 |
| 1 材料与方法 | 第60-66页 |
| 1.1 实验材料 | 第60-61页 |
| 1.1.1 实验样品 | 第60页 |
| 1.1.2 实验试剂 | 第60页 |
| 1.1.3 实验仪器 | 第60-61页 |
| 1.1.4 常用试剂的配制 | 第61页 |
| 1.2 实验方法 | 第61-66页 |
| 1.2.1 重组蛋白表达形式的确定 | 第61-62页 |
| 1.2.2 诱导温度和IPTG浓度、时间对表达结果的影响 | 第62页 |
| 1.2.3 SDS-PAGE分析 | 第62-63页 |
| 1.2.4 可溶性蛋白的纯化 | 第63-64页 |
| 1.2.5 蛋白的浓度测定 | 第64-65页 |
| 1.2.6 重组蛋白的Western-blot检测 | 第65-66页 |
| 2 结果与分析 | 第66-71页 |
| 2.1 重组蛋白的表达形式 | 第66-67页 |
| 2.2 诱导温度和IPTG浓度、时间对表达结果的影响 | 第67-70页 |
| 2.2.1 诱导温度和IPTG浓度对表达结果的影响 | 第67-69页 |
| 2.2.2 诱导时间对表达结果的影响 | 第69-70页 |
| 2.3 重组蛋白的纯化和浓度测定 | 第70-71页 |
| 2.4 重组蛋白的Western-blot检测 | 第71页 |
| 3 讨论 | 第71-72页 |
| 4 小结 | 第72-73页 |
| 第六章 结论与展望 | 第73-74页 |
| 1 结论 | 第73页 |
| 2 展望 | 第73-74页 |
| 致谢 | 第74-75页 |
| 参考文献 | 第75-83页 |
| 附录 | 第83-84页 |
