| 缩略语表 | 第7-10页 |
| 中文摘要 | 第10-15页 |
| ABSTRACT | 第15-20页 |
| 前言 | 第21-23页 |
| 文献回顾 | 第23-49页 |
| 第一部分 雌激素的神经保护作用及其关键期假说 | 第23-40页 |
| 1.脑血管疾病的性别差异 | 第23-24页 |
| 2.雌激素神经保护作用的机制研究 | 第24-31页 |
| 2.1 动物实验和雌激素神经保护作用 | 第24页 |
| 2.2 雌激素神经保护作用的机制 | 第24-31页 |
| 3.自然绝经和手术绝经 | 第31-33页 |
| 3.1 自然绝经 | 第31-32页 |
| 3.2 手术绝经 | 第32-33页 |
| 4.雌激素的临床实验 | 第33-34页 |
| 4.1 雌激素的观察研究和痴呆的预防 | 第33页 |
| 4.2 WHI研究 | 第33-34页 |
| 5.雌激素替代治疗的关键期证据 | 第34-40页 |
| 5.1 关键期假说和健康细胞依赖 | 第34-35页 |
| 5.2 动物实验的支持 | 第35-38页 |
| 5.3 阐述对WHI批判的临床研究 | 第38-40页 |
| 第二部分 GPR30的神经保护作用及其在其他系统中的作用 | 第40-49页 |
| 1.GPR30/GPER1和雌激素 | 第40页 |
| 2.GPR30在脑内的定位 | 第40-42页 |
| 3.神经信号和GPR30在神经系统的功能 | 第42-44页 |
| 4.GPR30在动脉粥样硬化和血管重塑中的作用 | 第44-45页 |
| 5.GPR30在心力衰竭中的作用 | 第45-46页 |
| 6.GPR30在癌症中的作用 | 第46-47页 |
| 7.GPR30在新陈代谢中的作用 | 第47-49页 |
| 第一部分 E2和G1对短期雌激素剥夺和长期雌激素剥夺大鼠神经保护作用的研究 | 第49-66页 |
| 1 材料和仪器 | 第49-51页 |
| 1.1 实验动物 | 第49页 |
| 1.2 实验主要试剂及其配置 | 第49-50页 |
| 1.3 实验主要仪器及设备 | 第50-51页 |
| 2 方法 | 第51-57页 |
| 2.1 卵巢切除动物模型的建立及分组 | 第51-52页 |
| 2.2 卵巢切除组及假手术组大鼠血清雌二醇浓度测定 | 第52页 |
| 2.3 四脑血管阻断全脑缺血模型的建立及分组 | 第52-54页 |
| 2.4 E2和G1对短期雌激素剥夺和长期雌激素剥夺大鼠神经保护作用的研究及分组 | 第54-55页 |
| 2.5 冰冻切片制作 | 第55页 |
| 2.6 尼氏染色 | 第55-57页 |
| 2.7 统计学分析 | 第57页 |
| 3.结果 | 第57-62页 |
| 3.1 卵巢切除组和假手术组大鼠血清雌二醇(E2)浓度变化 | 第57-58页 |
| 3.2 全脑缺血再灌注前后大鼠脑电图变化 | 第58页 |
| 3.3 四脑血管阻断全脑缺血再灌注模型后海马区神经元变化 | 第58-59页 |
| 3.4 E2或G1在短期雌激素剥夺的大鼠上发挥了显著的神经保护作用 | 第59-60页 |
| 3.5 E2或G1在长期雌激素剥夺的大鼠上并未发挥明显的神经保护作用 | 第60-62页 |
| 4.讨论 | 第62-66页 |
| 第二部分 GPR30在雌激素“关键期”假设中神经保护作用消失的机制研究 | 第66-102页 |
| 1 材料 | 第66-72页 |
| 1.1 实验动物 | 第66页 |
| 1.2 实验主要试剂及其配置 | 第66-71页 |
| 1.3 实验主要仪器及设备 | 第71-72页 |
| 2 方法 | 第72-84页 |
| 2.1 动物分组 | 第72-75页 |
| 2.2 全脑缺血模型建立和尼氏染色 | 第75-77页 |
| 2.3 免疫荧光染色 | 第77-78页 |
| 2.4 蛋白样品制备和提取 | 第78页 |
| 2.5 Westernblot实验步骤 | 第78-80页 |
| 2.6 免疫共沉淀实验步骤 | 第80-81页 |
| 2.7 实时定量PCR(qPCR)的实验步骤 | 第81-83页 |
| 2.8 Tunel染色步骤 | 第83-84页 |
| 2.9 神经系统功能评分 | 第84页 |
| 2.10 统计学分析 | 第84页 |
| 3 结果 | 第84-98页 |
| 3.1 GPR30在短期雌激素剥夺组和长期雌激素剥夺组海马区的表达 | 第84-85页 |
| 3.2 长期雌激素剥夺组GPR30在海马CA1区含量明显下降 | 第85-86页 |
| 3.3 长期雌激素剥夺组GPR30在海马CA1区mRNA水平明显下降 | 第86-87页 |
| 3.4 长期雌激素剥夺组和短期雌激素剥夺组GPR30在海马CA1区泛素化降解无显著差别 | 第87-88页 |
| 3.5 卵巢切除10周后给予E2治疗不能抑制海马CA1区GPR30的下调 | 第88-89页 |
| 3.6 卵巢切除10周后给予E2治疗行全脑缺血再灌注后并不能发挥明显的神经保护作用 | 第89-91页 |
| 3.7 卵巢切除后给予E2治疗整个10周可抑制海马CA1区GPR30的下调 | 第91-92页 |
| 3.8 卵巢切除后给予E2治疗整个10周可抑制海马CA1区GPR30mRNA水平下降 | 第92页 |
| 3.9 卵巢切除后立即给予E2治疗整个10周行全脑缺血再灌注后能发挥显著的神经保护作用 | 第92-94页 |
| 3.10 卵巢切除10周后给予E2治疗行全脑缺血再灌注后并不能抑制神经元的凋亡 | 第94-95页 |
| 3.11 卵巢切除后立即给予E2治疗整个10周行全脑缺血再灌注后可抑制神经元的凋亡 | 第95-96页 |
| 3.12 卵巢切除后给予E2治疗整个10周和卵巢切除10周后给予E2治疗大鼠的神经系统功能评分 | 第96-98页 |
| 4 讨论 | 第98-102页 |
| 第三部分 GPR30在老年雌性大鼠中的表达及E2和G1对老年雌性大鼠神经保护作用的研究 | 第102-118页 |
| 1 材料 | 第102-104页 |
| 1.1 实验动物 | 第102页 |
| 1.2 实验主要试剂及其配置 | 第102-103页 |
| 1.3 实验主要仪器及设备 | 第103-104页 |
| 2 方法 | 第104-110页 |
| 2.1 动物分组 | 第104-105页 |
| 2.2 全脑缺血模型建立和尼氏染色同第一部分 | 第105页 |
| 2.3 蛋白样品制备和提取同第二部分 | 第105页 |
| 2.4 Western blot实验步骤同第二部分 | 第105页 |
| 2.5 免疫共沉淀实验步骤 | 第105-106页 |
| 2.6 实时定量PCR(qPCR)的实验步骤 | 第106-108页 |
| 2.7 Tunel染色步骤 | 第108-109页 |
| 2.8 神经系统功能评分 | 第109-110页 |
| 2.9 统计学分析 | 第110页 |
| 3 结果 | 第110-116页 |
| 3.1 GPR30、ERα、ERβ受体在3个月和24个月雌性大鼠海马CA1区表达情况 | 第110-111页 |
| 3.2 GPR30mRNA水平在24个月和3个月雌性大鼠海马CA1区表达情况 | 第111-112页 |
| 3.3 24个月老年雌性大鼠组和3个月青年雌性大鼠组GPR30在海马CA1区泛素化降解无显著差别 | 第112页 |
| 3.4 24个月老年雌性大鼠给予不同处理行全脑缺血再灌注后尼氏染色结果 | 第112-114页 |
| 3.5 24个月老年雌性大鼠给予不同处理行全脑缺血再灌注后Tunel染色结果 | 第114-115页 |
| 3.6 24个月老年雌性大鼠给予不同处理行全脑缺血再灌注后神经系统功能评分 | 第115-116页 |
| 4 讨论 | 第116-118页 |
| 小结 | 第118-119页 |
| 参考文献 | 第119-135页 |
| 个人简历和研究成果 | 第135-137页 |
| 致谢 | 第137页 |
