| 摘要 | 第4-9页 |
| abstract | 第9-14页 |
| 缩略词表 | 第15-23页 |
| 第1章 引言 | 第23-43页 |
| 1.1 胰腺癌 | 第23-31页 |
| 1.1.1 胰腺癌简介和流行病学 | 第23-24页 |
| 1.1.2 胰腺癌发病机制 | 第24-26页 |
| 1.1.3 胰腺癌治疗策略 | 第26-29页 |
| 1.1.4 胰腺癌肿瘤微环境和纤维化 | 第29-31页 |
| 1.2 多糖 | 第31-32页 |
| 1.2.1 多糖概述 | 第31页 |
| 1.2.2 红花多糖研究进展 | 第31-32页 |
| 1.3 糖基磷脂酰肌醇蛋白聚糖研究进展 | 第32-40页 |
| 1.3.1 糖基磷脂酰肌醇蛋白聚糖概述 | 第32-36页 |
| 1.3.2 Glypican-1研究进展 | 第36-37页 |
| 1.3.3 Glypican-2研究进展 | 第37-38页 |
| 1.3.4 Glypican-3研究进展 | 第38页 |
| 1.3.5 Glypican-4研究进展 | 第38页 |
| 1.3.6 Glypican-5研究进展 | 第38-39页 |
| 1.3.7 Glypican-6研究进展 | 第39-40页 |
| 1.4 科学问题与研究意义 | 第40页 |
| 1.5 研究路线与方法 | 第40-43页 |
| 第2章 红花多糖HH1-1抗胰腺癌靶向性及作用机制研究 | 第43-95页 |
| 2.1 前言 | 第43-44页 |
| 2.2 实验材料 | 第44-48页 |
| 2.2.1 药材,细胞和质粒 | 第44页 |
| 2.2.2 实验试剂与试剂盒 | 第44-46页 |
| 2.2.3 实验仪器与耗材 | 第46-47页 |
| 2.2.4 实验常规试剂配制方法 | 第47-48页 |
| 2.3 实验方法 | 第48-60页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第48-49页 |
| 2.3.2 MTT实验 | 第49页 |
| 2.3.3 克隆形成实验 | 第49页 |
| 2.3.4 半定量PCR及实时荧光定量PCR(RT-qPCR) | 第49-53页 |
| 2.3.5 表面等离子共振实验(Surface Plasmon Resonance,SPR) | 第53-54页 |
| 2.3.6 Western Blot | 第54-55页 |
| 2.3.7 细胞周期检测 | 第55页 |
| 2.3.8 细胞凋亡检测 | 第55-56页 |
| 2.3.9 Caspase-3活性检测 | 第56页 |
| 2.3.10 Hoechst 33258染色 | 第56页 |
| 2.3.11 管腔形成实验 | 第56-57页 |
| 2.3.12 鸡胚绒毛尿囊膜实验(Chick Embryo Chorioallantotic Membrane,CAM) | 第57页 |
| 2.3.13 划痕愈合 | 第57页 |
| 2.3.14 迁移和侵袭实验 | 第57页 |
| 2.3.15 免疫荧光 | 第57-58页 |
| 2.3.16 慢病毒包装转染 | 第58页 |
| 2.3.17 免疫组化 | 第58页 |
| 2.3.18 裸鼠皮下移植瘤 | 第58-59页 |
| 2.3.19 人源肿瘤异种移植(Patient-derived Tumor Xenografts,PDX)模型 | 第59页 |
| 2.3.20 小鼠脾细胞分离 | 第59页 |
| 2.3.21 NO检测 | 第59-60页 |
| 2.4 实验结果 | 第60-92页 |
| 2.4.1 红花多糖抗肿瘤活性筛选 | 第60-61页 |
| 2.4.2 HH1-1抑制胰腺癌增殖和克隆形成 | 第61-64页 |
| 2.4.3 HH1-1诱导胰腺癌细胞周期阻滞 | 第64-66页 |
| 2.4.4 HH1-1诱导胰腺癌细胞凋亡 | 第66-69页 |
| 2.4.5 HH1-1抑制胰腺癌细胞迁移和侵袭 | 第69-72页 |
| 2.4.6 HH1-1在体内体外抑制新生血管生成 | 第72-74页 |
| 2.4.7 HH1-1抑制胰腺癌细胞BxPC-3细胞皮下移植瘤的生长 | 第74-75页 |
| 2.4.8 HH1-1抑制胰腺癌PDX的生长 | 第75-76页 |
| 2.4.9 HH1-1靶向并结合Galectin-3 | 第76-77页 |
| 2.4.10 HH1-1抑制Galectin-3与EGFR的结合 | 第77-79页 |
| 2.4.11 HH1-1可影响相关转录因子的表达 | 第79-81页 |
| 2.4.12 转录因子FOXO3参与HH1-1介导的抗胰腺癌活性 | 第81-83页 |
| 2.4.13 敲减Galectin-3或EGFR可促进转录因子FOXO3表达和入核 | 第83-85页 |
| 2.4.14 外源性加入Galectin-3蛋白回补HH1-1的抗胰腺癌作用 | 第85-88页 |
| 2.4.15 组织水平检测HH1-1对Galectin-3/EGFR/AKT/FOXO3信号通路的影响 | 第88-89页 |
| 2.4.16 HH1-1具有免疫激活作用 | 第89-92页 |
| 2.5 总结与讨论 | 第92-95页 |
| 第3章 糖基磷脂酰肌醇蛋白聚糖GPC6在胰腺癌中功能及机制研究 | 第95-144页 |
| 3.1 前言 | 第95-96页 |
| 3.2 实验材料 | 第96-97页 |
| 3.2.1 细胞和质粒 | 第96页 |
| 3.2.2 实验试剂与试剂盒 | 第96页 |
| 3.2.3 实验仪器与耗材 | 第96-97页 |
| 3.2.4 实验常规试剂配制方法 | 第97页 |
| 3.3 实验方法 | 第97-103页 |
| 3.3.1 胰腺癌患者组织标本高通量mRNA芯片分析 | 第97页 |
| 3.3.2 GPC6敲减和过表达稳转细胞系构建 | 第97-98页 |
| 3.3.3 GPC6基因CRISPR/Cas9质粒构建 | 第98-99页 |
| 3.3.4 PDC和CAFs细胞分离 | 第99页 |
| 3.3.5 RT-qPCR引物 | 第99-100页 |
| 3.3.6 苏木素-伊红染色液(HE染色) | 第100-101页 |
| 3.3.7 苦味酸天狼猩红染色 | 第101页 |
| 3.3.8 四种转基因小鼠基因型的鉴定 | 第101-103页 |
| 3.4 实验结果 | 第103-141页 |
| 3.4.1 胰腺癌组织和癌旁组织mRNA芯片分析 | 第103-104页 |
| 3.4.2 GPC6在111例胰腺癌组织中表达量的分析检测 | 第104-106页 |
| 3.4.3 胰腺腺癌患者中GPC6表达与临床因素的相关性分析 | 第106-107页 |
| 3.4.4 GPC6在胰腺癌细胞增殖中作用的研究 | 第107-108页 |
| 3.4.5 GPC6在胰腺癌细胞迁移侵袭中作用的研究 | 第108-114页 |
| 3.4.6 GPC6可促进胰腺癌裸鼠皮下移植瘤的生长 | 第114-117页 |
| 3.4.7 GPC6可促进胰腺癌的肝转移和肺转移 | 第117-120页 |
| 3.4.8 GPC6可促进胰腺癌纤维化 | 第120-122页 |
| 3.4.9 GPC6促进纤维化作用机制研究 | 第122-126页 |
| 3.4.10 GPC6促进胰腺癌进展的作用机制研究 | 第126-129页 |
| 3.4.11 GPC6蛋白表达纯化与活性验证 | 第129-131页 |
| 3.4.12 利用CRISPR/Cas9技术敲除胰腺癌细胞中GPC6 | 第131-133页 |
| 3.4.13 RNA Sequence分析敲除GPC6和对应空载细胞的mRNA表达谱 | 第133-139页 |
| 3.4.14 KPC小鼠和GPC6基因条件性敲除小鼠的构建与鉴定 | 第139-141页 |
| 3.5 总结与讨论 | 第141-144页 |
| 第4章 总结与讨论 | 第144-147页 |
| 4.1 总结 | 第144-145页 |
| 4.1.1 红花多糖HH1-1抗胰腺癌活性和机制研究 | 第144页 |
| 4.1.2 GPC6促胰腺癌的功能和机制研究 | 第144-145页 |
| 4.2 尚待解决的问题 | 第145-147页 |
| 4.2.1 HH1-1特异性抗胰腺癌活性的作用机制有待进一步研究 | 第145页 |
| 4.2.2 探索HH1-1与吉西他滨等细胞毒类药物联合用药的方案 | 第145页 |
| 4.2.3 探索GPC6结合的关键蛋白 | 第145-146页 |
| 4.2.4 基于敲除GPC6的单克隆细胞的功能和机制研究 | 第146页 |
| 4.2.5 GPC6在肿瘤相关成纤维细胞中的功能和机制研究 | 第146页 |
| 4.2.6 GPC6在转基因小鼠模型中的功能和机制研究 | 第146-147页 |
| 参考文献 | 第147-156页 |
| 致谢 | 第156-159页 |
| 作者简历及攻读学位期间发表的学术论文与研究成果 | 第159-160页 |
