| 摘要 | 第9-11页 |
| ABSTRACT | 第11-12页 |
| 缩略词表 | 第13-15页 |
| 引言 | 第15-18页 |
| 第一章 文献综述 | 第18-36页 |
| 第一节 植物细胞程序性死亡特点及调控机制 | 第18-26页 |
| 1 植物程序性死亡的特点 | 第18-23页 |
| 1.1 线粒体 | 第18-20页 |
| 1.2 类Caspases酶 | 第20-22页 |
| 1.3 核DNA片段化 | 第22-23页 |
| 2 程序性死亡调控机制 | 第23-24页 |
| 2.1 活性氧 | 第23页 |
| 2.2 植物激素 | 第23-24页 |
| 3 结束语 | 第24-26页 |
| 第二节 配子体型自交不亲和性研究进展 | 第26-36页 |
| 1 以S-RNase为雌蕊特异性决定因子的SI | 第27-31页 |
| 1.1 雌蕊决定物质—S-RNase | 第27-28页 |
| 1.2 SI信号受体—花粉S蛋白 | 第28页 |
| 1.3 自交不亲和性反应的修饰基因 | 第28-29页 |
| 1.4 自交不亲和性的反应模型 | 第29-31页 |
| 2 罂粟科植物SI反应中的信号识别与转导机制 | 第31-35页 |
| 2.1 Ca~(2+)信号 | 第31页 |
| 2.2 p26—磷酸化的无机焦磷酸酶 | 第31-32页 |
| 2.3 p56—促分裂原激活性蛋白激酶 | 第32页 |
| 2.4 细胞骨架 | 第32-33页 |
| 2.5 细胞程序性死亡(PCD) | 第33-35页 |
| 3 结束语 | 第35-36页 |
| 第二章 梨花粉管线粒体分离纯化的方法 | 第36-42页 |
| 1 材料和方法 | 第37-41页 |
| 1.1 实验材料 | 第37页 |
| 1.2 花粉培养 | 第37页 |
| 1.3 线粒体分离和纯化 | 第37-38页 |
| 1.4 线粒体完整性观察 | 第38-40页 |
| 1.5 线粒体电生理活性检测 | 第40-41页 |
| 2 结果与分析 | 第41页 |
| 2.1 线粒体完整性 | 第41页 |
| 2.2 线粒体电生理活性 | 第41页 |
| 3 小结 | 第41-42页 |
| 第三章 离体及活体条件下自花授粉花粉管死亡的时间 | 第42-50页 |
| 1 材料和方法 | 第43-44页 |
| 1.1 实验材料 | 第43页 |
| 1.2 花粉培养 | 第43页 |
| 1.3 S-RNase分离及浓度和活性的测定 | 第43页 |
| 1.4 花粉管处理 | 第43页 |
| 1.5 MTT测定花粉及花粉管活力 | 第43-44页 |
| 1.6 Evarisblue测定死亡花粉管 | 第44页 |
| 1.7 自交授粉花粉管生长状况观察 | 第44页 |
| 2 结果与分析 | 第44-48页 |
| 2.1 S-RNase处理对花粉活力影响 | 第44页 |
| 2.2 S-RNase处理引起花粉管死亡 | 第44-48页 |
| 2.3 自交授粉花粉管生长情况 | 第48页 |
| 3 讨论 | 第48-50页 |
| 第四章 梨花柱S-RNase介导自花花粉管死亡特点 | 第50-78页 |
| 第一节 细胞色素c和ATP对离体梨花粉管生长及核DNA的影响 | 第50-58页 |
| 1 材料和方法 | 第51-52页 |
| 1.1 实验材料 | 第51页 |
| 1.2 花粉培养 | 第51页 |
| 1.3 花粉及花粉管的处理 | 第51页 |
| 1.4 花粉萌发率及花粉管长度统计 | 第51-52页 |
| 1.5 花粉管核DNA的荧光标记 | 第52页 |
| 2 结果与分析 | 第52-55页 |
| 2.1 细胞色素c和ATP对花粉萌发的影响 | 第52-53页 |
| 2.2 细胞色素c和ATP对花粉管生长的影响 | 第53页 |
| 2.3 外源细胞色素c和ATP对花粉管核DNA的降解作用 | 第53-55页 |
| 3 讨论 | 第55-58页 |
| 第二节 花柱S-RNase对白花花粉管线粒体的影响 | 第58-68页 |
| 1 材料和方法 | 第58-61页 |
| 1.1 实验材料 | 第58-59页 |
| 1.2 花粉培养 | 第59页 |
| 1.3 S-RNase分离及浓度和活性的测定 | 第59页 |
| 1.4 花粉管S-RNase处理 | 第59页 |
| 1.5 花粉管线粒体膜电位测定 | 第59页 |
| 1.6 花粉管线粒体超微结构观察 | 第59页 |
| 1.7 线粒体细胞色素c泄漏检测 | 第59-61页 |
| 2 结果和分析 | 第61-62页 |
| 2.1 花粉管线粒体膜电位 | 第61-62页 |
| 2.2 线粒体细胞色素c泄漏 | 第62页 |
| 2.3 线粒体超微结构的变化 | 第62页 |
| 3 讨论 | 第62-68页 |
| 3.1 线粒体膜电位标记 | 第62-63页 |
| 3.2 S-RNase对自花花粉管线粒体影响 | 第63-68页 |
| 第三节 花柱S-RNase引起自花花粉管核DNA降解 | 第68-78页 |
| 1 材料和方法 | 第68-70页 |
| 1.1 实验材料 | 第68页 |
| 1.2 花粉培养 | 第68-69页 |
| 1.3 S-RNase分离及浓度和活性的测定 | 第69页 |
| 1.4 花粉管S-RNase处理 | 第69页 |
| 1.5 花粉管长度统计 | 第69页 |
| 1.6 离体花粉管核DNA降解检测 | 第69页 |
| 1.7 授粉后花粉管核DNA片段化检测 | 第69-70页 |
| 1.8 类Caspases酶活性检测 | 第70页 |
| 2 结果与分析 | 第70-76页 |
| 2.1 S-RNase引起自花花粉管核DNA降解 | 第70-71页 |
| 2.2 自花授粉引起花粉管核DNA降解 | 第71-73页 |
| 2.3 类Caspases酶在自花授粉花粉管生长抑制中的作用 | 第73-74页 |
| 2.4 类Caspases酶在自花授粉花粉管核DNA降解中的作用 | 第74-75页 |
| 2.5 自花授粉花粉管类Caspases酶活性检测 | 第75-76页 |
| 3 讨论 | 第76-78页 |
| 第五章 梨花柱S-RNase对自花花粉管顶端活性氧的影响 | 第78-100页 |
| 第一节 花柱S-RNase破坏白花花粉管顶端活性氧梯度 | 第78-92页 |
| 1 材料和方法 | 第79-81页 |
| 1.1 实验材料 | 第79页 |
| 1.2 花粉培养 | 第79页 |
| 1.3 S-RNase分离及浓度和活性的测定 | 第79页 |
| 1.4 花粉管S-RNase处理 | 第79-80页 |
| 1.5 花粉管长度统计 | 第80页 |
| 1.6 制剂ROS生成对花粉管生长的影响 | 第80页 |
| 1.7 花粉管ROS组织定位 | 第80页 |
| 1.8 花粉管NAD(P)H自发荧光测定 | 第80页 |
| 1.9 花粉管H_2O_2亚细胞定位 | 第80-81页 |
| 2 结果和分析 | 第81-87页 |
| 2.1 ROS在梨花粉管生长中的作用 | 第81-84页 |
| 2.2 S-RNase对花粉管顶端ROS梯度的影响 | 第84页 |
| 2.3 S-RNase对亚细胞水平上H_2O_2影响 | 第84-85页 |
| 2.4 S-RNase对花粉管NAD(P)H含量的影响 | 第85-87页 |
| 3 讨论 | 第87-92页 |
| 第二节 顶端活性氧梯度消失导致花粉管核DNA降解 | 第92-100页 |
| 1 材料和方法 | 第93-94页 |
| 1.1 实验材料 | 第93页 |
| 1.2 花粉培养 | 第93页 |
| 1.3 S-RNase分离及浓度和活性的测定 | 第93页 |
| 1.4 花粉管S-RNase处理 | 第93页 |
| 1.5 微丝骨架标记 | 第93页 |
| 1.6 原生质体制取 | 第93-94页 |
| 1.7 质膜钙离子通道 | 第94页 |
| 1.8 花粉管核DNA标记 | 第94页 |
| 2 结果和分析 | 第94-98页 |
| 2.1 顶端ROS梯度消失对钙通道的影响 | 第94-95页 |
| 2.2 顶端ROS梯度消失对花粉管微丝骨架的影响 | 第95-97页 |
| 2.3 ROS梯度消失、微丝骨架解聚对核DNA的影响 | 第97-98页 |
| 3 讨论 | 第98-100页 |
| 综合讨论 | 第100-108页 |
| 全文结论 | 第108-110页 |
| 全文创新点 | 第110-112页 |
| 参考文献 | 第112-130页 |
| 致谢 | 第130-132页 |
| 在读期间发表和投稿的学术论文 | 第132页 |
