| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-9页 |
| 第一章 文献综述 | 第14-28页 |
| 1.1 芪类化合物的生物合成途径 | 第15-17页 |
| 1.2 芪合成酶基因相似基因 | 第17页 |
| 1.3 白藜芦醇衍生物的修饰方式 | 第17-20页 |
| 1.3.1 糖基化 | 第17-18页 |
| 1.3.2 甲氧基化 | 第18-19页 |
| 1.3.3 低聚反应 | 第19页 |
| 1.3.4 其他修饰 | 第19-20页 |
| 1.4 芪类化合物的生物合成调控 | 第20-24页 |
| 1.4.1 芪合成酶基因响应生物和非生物胁迫 | 第20-21页 |
| 1.4.2 芪类化合物生物合成的基因调控 | 第21-22页 |
| 1.4.3 芪类化合物合成途径的信号调节 | 第22-23页 |
| 1.4.4 植物芪类化合物的生物学作用 | 第23-24页 |
| 1.5 白藜芦醇及其衍生物的抗菌性 | 第24页 |
| 1.6 芪类化合物含量是衡量植物抗病性能的标准 | 第24-25页 |
| 1.7 转基因试验中芪合成酶基因的表达和植物抗病性的相关性 | 第25-26页 |
| 1.8 芪合成酶基因启动子的相关研究 | 第26页 |
| 1.9 本论文的研究目的及意义 | 第26-28页 |
| 第二章 葡萄果实不同发育时期白藜芦醇含量及转录组分析 | 第28-41页 |
| 2.1 材料 | 第28页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第28页 |
| 2.1.2 试验仪器设备 | 第28页 |
| 2.1.3 试验试剂 | 第28页 |
| 2.2 方法 | 第28-30页 |
| 2.2.1 采用高效液相色谱法测定葡萄果实中白藜芦醇的含量 | 第28-29页 |
| 2.2.2 葡萄果实RNA的提取 | 第29页 |
| 2.2.3 转录组文库构建和测序 | 第29页 |
| 2.2.4 转录组数据分析 | 第29页 |
| 2.2.5 差异基因的GO分类和代谢通路富集分析 | 第29-30页 |
| 2.3 结果与分析 | 第30-37页 |
| 2.3.1 不同葡萄株系/品种果实中白藜芦醇的含量测定 | 第30-32页 |
| 2.3.2 通化3号和塘尾果实发育不同时期转录组测序分析 | 第32页 |
| 2.3.3 通化3号和塘尾果实发育不同时期差异表达基因分析 | 第32-33页 |
| 2.3.4 通化3号和塘尾果实发育不同时期差异表达基因GO分析 | 第33-34页 |
| 2.3.5 通化3号和塘尾果实发育不同时期差异表达基因代谢途径富集分析 | 第34-35页 |
| 2.3.6 通化3号和塘尾果实发育不同时期转录因子表达模式分析 | 第35-36页 |
| 2.3.7 通化3号和塘尾果实发育不同时期关键途径差异表达基因分析 | 第36-37页 |
| 2.4 讨论 | 第37-40页 |
| 2.5 小结 | 第40-41页 |
| 第三章 山葡萄果实紫外处理后白藜芦醇含量及转录组分析 | 第41-61页 |
| 3.1 材料与方法 | 第41-45页 |
| 3.1.1 葡萄材料 | 第41页 |
| 3.1.2 主要仪器设备 | 第41页 |
| 3.1.3 主要试剂 | 第41页 |
| 3.1.4 方法 | 第41-45页 |
| 3.2 结果与分析 | 第45-57页 |
| 3.2.1 山葡萄果实紫外处理后白藜芦醇含量变化 | 第45页 |
| 3.2.2 山葡萄果实紫外处理后转录组结果统计 | 第45-46页 |
| 3.2.3 山葡萄果实紫外处理后差异表达基因分析 | 第46-48页 |
| 3.2.4 山葡萄果实紫外处理后差异表达基因的GO分析 | 第48-52页 |
| 3.2.5 山葡萄果实紫外处理后代谢途径富集分析 | 第52-56页 |
| 3.2.6 RNA-Seq差异表达基因的实时定量PCR验证 | 第56-57页 |
| 3.3 讨论 | 第57-60页 |
| 3.3.1 UV-C辐射诱导的转录组分析 | 第57-58页 |
| 3.3.2 激素信号转导的复合调控 | 第58页 |
| 3.3.3 响应紫外线照射的转录因子的表达分析 | 第58-59页 |
| 3.3.4 相关基因可能在紫外处理后诱导增加白藜芦醇含量 | 第59-60页 |
| 3.4 小结 | 第60-61页 |
| 第四章 山葡萄VaSTS36启动子的克隆与活性分析 | 第61-72页 |
| 4.1 材料 | 第61-62页 |
| 4.1.1 植物材料 | 第61页 |
| 4.1.2 菌种及载体 | 第61页 |
| 4.1.3 主要试剂 | 第61页 |
| 4.1.4 主要设备仪器 | 第61页 |
| 4.1.5 引物 | 第61-62页 |
| 4.2 方法 | 第62-66页 |
| 4.2.1 葡萄基因组DNA的提取 | 第62页 |
| 4.2.2 山葡萄启动子的克隆 | 第62-63页 |
| 4.2.3 瞬时表达载体的构建 | 第63-64页 |
| 4.2.4 瞬时转化烟草叶片紫外处理 | 第64页 |
| 4.2.5 GUS组织化学染色 | 第64页 |
| 4.2.6 GUS活性测定 | 第64-65页 |
| 4.2.7 实时定量PCR测定GUS基因表达值 | 第65-66页 |
| 4.3 结果与分析 | 第66-71页 |
| 4.3.1 VaSTS36启动子的元件分析 | 第66-68页 |
| 4.3.2 实时荧光定量PCR分析VaSTS36启动子对紫外辐射的响应 | 第68页 |
| 4.3.3 山葡萄VaSTS36启动子活性分析 | 第68-71页 |
| 4.4 讨论 | 第71页 |
| 4.5 小结 | 第71-72页 |
| 第五章 葡萄芪合成酶基因的表达模式和STS19基因的克隆与转化番茄分析 | 第72-86页 |
| 5.1 材料 | 第72-73页 |
| 5.1.1 植物材料 | 第72页 |
| 5.1.2 设备仪器 | 第72页 |
| 5.1.3 试剂 | 第72页 |
| 5.1.4 引物 | 第72-73页 |
| 5.2 实验方法 | 第73-77页 |
| 5.2.1 葡萄材料总RNA提取 | 第73-74页 |
| 5.2.2 半定量RT-PCR | 第74页 |
| 5.2.3 同源克隆VaSTS19和VdSTS19基因和序列分析 | 第74-75页 |
| 5.2.4 植物重组载体的构建 | 第75-76页 |
| 5.2.5 农杆菌介导转化番茄实验 | 第76-77页 |
| 5.2.6 PCR检测转基因番茄 | 第77页 |
| 5.2.7 转基因番茄不同生长时期芪类化合物含量的测定 | 第77页 |
| 5.3 结果与分析 | 第77-84页 |
| 5.3.1 STS家族基因在葡萄不同组织器官中的表达分析 | 第77-78页 |
| 5.3.2 STS家族基因在葡萄不同发育时期中的表达 | 第78-79页 |
| 5.3.3 VaSTS19和VdSTS19的克隆和生物信息学分析 | 第79-82页 |
| 5.3.4 番茄植株遗传转化 | 第82-83页 |
| 5.3.5 番茄转基因植株的PCR检测 | 第83页 |
| 5.3.6 番茄转基因植株芪类化合物含量的测定 | 第83-84页 |
| 5.4 讨论 | 第84-85页 |
| 5.5 小结 | 第85-86页 |
| 第六章 葡萄STS19基因启动子的克隆与活性分析 | 第86-100页 |
| 6.1 材料 | 第86-87页 |
| 6.1.1 植物材料 | 第86页 |
| 6.1.2 菌种及载体 | 第86页 |
| 6.1.3 试剂 | 第86页 |
| 6.1.4 设备仪器 | 第86页 |
| 6.1.5 引物 | 第86-87页 |
| 6.2 方法 | 第87-90页 |
| 6.2.1 葡萄基因组DNA的提取 | 第87页 |
| 6.2.2 启动子的克隆 | 第87-88页 |
| 6.2.3 启动子缺失瞬时表达载体的构建 | 第88-89页 |
| 6.2.4 GUS活性测定 | 第89页 |
| 6.2.5 非生物胁迫处理 | 第89-90页 |
| 6.3 结果与分析 | 第90-96页 |
| 6.3.1 PVaSTS19和PVdSTS19启动子克隆与序列分析 | 第90-92页 |
| 6.3.2 PVaSTS19和PVdSTS19启动子元件分析 | 第92-94页 |
| 6.3.3 PVaSTS19和PVdSTS19启动子对植物激素的响应 | 第94-96页 |
| 6.4 讨论 | 第96-98页 |
| 6.5 小结 | 第98-100页 |
| 第七章 结论 | 第100-101页 |
| 参考文献 | 第101-117页 |
| 附录 | 第117-123页 |
| 致谢 | 第123-124页 |
| 作者简介 | 第124页 |
