| 中文摘要 | 第11-13页 |
| Abstract | 第13-15页 |
| 1 前言 | 第16-34页 |
| 1.1 植物根系类型与根系构型 | 第17-21页 |
| 1.1.1 植物根系类型 | 第17-18页 |
| 1.1.2 植物根系构型 | 第18-19页 |
| 1.1.3 影响根系发育的环境因素 | 第19-21页 |
| 1.2 氮素对植物根系发育的调节机制 | 第21-25页 |
| 1.2.1 氮素(硝酸盐)对侧根发育的影响 | 第21-24页 |
| 1.2.2 氮素对主根发育的影响 | 第24-25页 |
| 1.3 生长素对植物根系发育的影响机理 | 第25-30页 |
| 1.3.1 生长素(IAA)的生物合成 | 第25-27页 |
| 1.3.2 生长素的运输特点及关键基因 | 第27-29页 |
| 1.3.3 生长素对植物根系发育的影响机制 | 第29-30页 |
| 1.4 MADS-box转录因子基因功能的研究进展 | 第30-33页 |
| 1.4.1 MADS-box转录因子简介 | 第30-31页 |
| 1.4.2 MADS-box转录因子基因对植物发育生理过程的调控作用 | 第31-33页 |
| 1.5 研究目的与意义 | 第33-34页 |
| 2 材料与方法 | 第34-63页 |
| 2.1 植物材料与培养条件 | 第34-35页 |
| 2.2 试验药品与试剂 | 第35-37页 |
| 2.2.1 载体与菌株 | 第35-36页 |
| 2.2.2 试剂盒 | 第36页 |
| 2.2.3 基本培养基 | 第36页 |
| 2.2.4 抗生素 | 第36-37页 |
| 2.3 试验方法 | 第37-63页 |
| 2.3.1 植物总RNA的提取(TRNzol法) | 第37页 |
| 2.3.2 反转录(cDNA第一链合成) | 第37-39页 |
| 2.3.3 定量PCR | 第39页 |
| 2.3.4 3'-/5'-RACE-PCR | 第39-40页 |
| 2.3.5 PCR产物回收与连接 | 第40-41页 |
| 2.3.6 大肠杆菌转化(热击法)与菌落PCR鉴定 | 第41-42页 |
| 2.3.7 质粒DNA的提取 | 第42页 |
| 2.3.8 农杆菌转化(电击法) | 第42-43页 |
| 2.3.9 所用植物材料的遗传转化方法 | 第43-45页 |
| 2.3.10 植物基因组DNA提取 | 第45页 |
| 2.3.11 菊花嫩叶原生质体提取与亚细胞定位分析 | 第45-47页 |
| 2.3.12 原核诱导CmANR1-PET32a和CmAGL21-PGEX蛋白表达 | 第47-48页 |
| 2.3.13 聚丙烯酰胺凝胶电泳(SDS-PAGE)与考马斯亮蓝(CBB)染色 | 第48-49页 |
| 2.3.14 融合蛋白纯化 | 第49-50页 |
| 2.3.15 GSTPull-down试验 | 第50页 |
| 2.3.16 菊花叶片核蛋白提取 | 第50-51页 |
| 2.3.17 免疫共沉淀(Co-IP) | 第51页 |
| 2.3.18 蛋白质谱鉴定(LC-MS/MS) | 第51-52页 |
| 2.3.19 酵母双杂试验(Y2H) | 第52-54页 |
| 2.3.20 染色体步移法(启动子克隆) | 第54-56页 |
| 2.3.21 染色质免疫共沉淀(ChIP) | 第56-58页 |
| 2.3.22 凝胶阻滞迁移率分析(EMSA) | 第58-60页 |
| 2.3.23 荧光素酶发光试验 | 第60-61页 |
| 2.3.24 GUS组织化学染色 | 第61页 |
| 2.3.25 菊花根系转录组测序 | 第61-63页 |
| 3 结果与分析 | 第63-94页 |
| 3.1 菊花CmANR1基因克隆及表达特性分析 | 第63-68页 |
| 3.1.1 菊花CmANR1基因全长克隆 | 第63页 |
| 3.1.2 CmANR1生物信息学分析 | 第63-64页 |
| 3.1.3 CmANR1表达特性分析 | 第64-67页 |
| 3.1.4 CmANR1亚细胞定位分析 | 第67-68页 |
| 3.2 菊花CmANR1基因的功能鉴定 | 第68-73页 |
| 3.2.1 农杆菌介导的菊花遗传转化 | 第68页 |
| 3.2.2 转基因菊花的分子鉴定 | 第68-70页 |
| 3.2.3 转基因菊花表型观测 | 第70-73页 |
| 3.3 菊花根系转录组测序 | 第73-80页 |
| 3.3.1 转录组测序基本信息 | 第73-74页 |
| 3.3.2 Unigene(基因)功能注释 | 第74-77页 |
| 3.3.3 差异表达基因分析 | 第77-80页 |
| 3.4 CmANR1转录激活CmPIN2基因的表达 | 第80-85页 |
| 3.4.1 部分差异表达基因的表达谱分析 | 第80-82页 |
| 3.4.2 RNA-seq结果的定量PCR验证 | 第82-83页 |
| 3.4.3 菊花根系中自由IAA含量的测定 | 第83页 |
| 3.4.4 CmANR1直接转录激活CmPIN2基因的表达 | 第83-85页 |
| 3.5 CmANR1互作蛋白的筛选与鉴定 | 第85-88页 |
| 3.5.1 菊花核蛋白与CmANR1蛋白之间的免疫共沉淀 | 第85-86页 |
| 3.5.2 CmANR1与CmAGL21直接互作 | 第86-88页 |
| 3.6 异位表达菊花CmANR1基因正调控拟南芥侧根和不定根的发育 | 第88-94页 |
| 3.6.1 CmANR1转基因拟南芥的筛选与鉴定 | 第88页 |
| 3.6.2 异位表达菊花CmANR1基因促进拟南芥侧根的发育 | 第88-89页 |
| 3.6.3 异位表达菊花CmANR1基因可恢复拟南芥anr1突变体的侧根表型 | 第89-90页 |
| 3.6.4 异位表达菊花CmANR1基因能够促进拟南芥不定根的发育 | 第90-91页 |
| 3.6.5 生长素参与CmANR1基因对拟南芥根系发育的调控过程 | 第91-94页 |
| 4 讨论 | 第94-98页 |
| 4.1 CmANR1与CmAGL21互作形成异源二聚体而调节侧根发育 | 第94页 |
| 4.2 生长素生物合成与极性运输参与CmANR1基因介导的NO3-信号途径 | 第94-95页 |
| 4.3 CmANR1基因可能通过整合多种信号途径而调控菊花根系生长发育 | 第95-96页 |
| 4.4 CmANR1基因调节根系发育的工作模型 | 第96-97页 |
| 4.5 解析CmANR1基因对菊花根系发育调控机制的现实意义 | 第97-98页 |
| 5 结论 | 第98-99页 |
| 5.1 研究结果 | 第98页 |
| 5.2 创新点 | 第98-99页 |
| 6 参考文献 | 第99-116页 |
| 7 附录 | 第116-120页 |
| 8 致谢 | 第120-121页 |
| 9 攻读学位期间发表论文情况 | 第121页 |
