| 摘要 | 第5-6页 |
| abstract | 第6页 |
| 第一章 绪论 | 第11-23页 |
| 1.1 过氧化物酶体增殖物激活受体γ | 第11-14页 |
| 1.1.1 PPARγ | 第11-12页 |
| 1.1.2 PPARγ和肿瘤 | 第12-14页 |
| 1.2 c-Myc | 第14-17页 |
| 1.2.1 c-Myc概论 | 第14-15页 |
| 1.2.2 c-Myc与肿瘤细胞代谢 | 第15-17页 |
| 1.3 肿瘤与自噬 | 第17-20页 |
| 1.3.1 自噬 | 第17-18页 |
| 1.3.2 自噬和肿瘤代谢 | 第18-20页 |
| 1.4 本研究的意义 | 第20-21页 |
| 1.5 主要研究内容和技术路线 | 第21-23页 |
| 1.5.1 主要研究内容 | 第21-22页 |
| 1.5.2 技术路线 | 第22-23页 |
| 第二章 PPARγ诱导c-Myc自噬降解 | 第23-44页 |
| 2.1 实验材料 | 第23-29页 |
| 2.1.1 实验所需细胞以及质粒 | 第23页 |
| 2.1.2 实验仪器及实验耗材 | 第23-24页 |
| 2.1.3 所需实验试剂以及配制方法 | 第24-29页 |
| 2.2 实验方法 | 第29-37页 |
| 2.2.1 细胞培养 | 第29-30页 |
| 2.2.2 质粒扩增及提取 | 第30-31页 |
| 2.2.3 细胞转染 | 第31页 |
| 2.2.4 细胞总蛋白提取 | 第31-32页 |
| 2.2.5 细胞总蛋白的浓度测定 | 第32页 |
| 2.2.6 蛋白质免疫印迹法检测目的蛋白含量变化 | 第32-34页 |
| 2.2.7 双荧光素酶报告基因法检测PPARγ核定位序列以及DNA结合结构域缺失后对其自身转录活性的影响 | 第34-35页 |
| 2.2.8 实时荧光定量PCR检测PPARγ对c-Myc基因水平的影响 | 第35-37页 |
| 2.3 实验结果 | 第37-43页 |
| 2.3.1 PPARγ减少c-Myc蛋白水平独立于PPARγ转录活力 | 第37-40页 |
| 2.3.2 PPARγ介导的c-Myc自噬降解 | 第40-43页 |
| 2.4 本章小结 | 第43-44页 |
| 第三章 PPARγ与c-Myc相互作用 | 第44-48页 |
| 3.1 实验材料 | 第44页 |
| 3.1.1 实验所需细胞以及质粒 | 第44页 |
| 3.1.2 实验仪器及其试剂 | 第44页 |
| 3.2 实验方法 | 第44-46页 |
| 3.2.1 细胞培养 | 第44页 |
| 3.2.2 质粒扩增及提取 | 第44页 |
| 3.2.3 细胞转染 | 第44页 |
| 3.2.4 免疫共沉淀实验 | 第44-45页 |
| 3.2.5 免疫荧光实验 | 第45页 |
| 3.2.6 细胞总蛋白提取 | 第45页 |
| 3.2.7 细胞总蛋白的浓度测定 | 第45页 |
| 3.2.8 蛋白质免疫印迹法检测目的蛋白含量变化 | 第45-46页 |
| 3.3 实验结果 | 第46-47页 |
| 3.3.1 PPARγ与内源性c-Myc存在相互作用 | 第46-47页 |
| 3.4 本章小结 | 第47-48页 |
| 第四章 PPARγ的LIR结构域是诱导c-Myc降解的关键 | 第48-56页 |
| 4.1 实验材料 | 第48-49页 |
| 4.1.1 实验所需细胞以及质粒 | 第48页 |
| 4.1.2 实验仪器及试剂 | 第48-49页 |
| 4.2 实验方法 | 第49-52页 |
| 4.2.1 细胞培养 | 第49页 |
| 4.2.2 质粒扩增及提取 | 第49页 |
| 4.2.3 细胞转染 | 第49页 |
| 4.2.4 BL21菌种感受态的制备 | 第49页 |
| 4.2.5 GST纯化蛋白 | 第49-50页 |
| 4.2.6 GST pull-down | 第50-51页 |
| 4.2.7 免疫荧光实验 | 第51页 |
| 4.2.8 细胞总蛋白提取 | 第51页 |
| 4.2.9 细胞总蛋白浓度测定 | 第51页 |
| 4.2.10 蛋白质免疫印迹法检测目的蛋白含量变化 | 第51-52页 |
| 4.3 实验结果 | 第52-55页 |
| 4.3.1 PPARγ与LC3B存在相互作用 | 第52-54页 |
| 4.3.2 PPARγ/F70是PPARγ诱导c-Myc自噬降解的关键位点 | 第54-55页 |
| 4.4 本章小结 | 第55-56页 |
| 第五章 PPARγ/c-Myc通路抑制肿瘤生长 | 第56-64页 |
| 5.1 实验材料 | 第56页 |
| 5.1.1 实验所需细胞以及质粒 | 第56页 |
| 5.1.2 实验仪器及其试剂 | 第56页 |
| 5.2 实验方法 | 第56-60页 |
| 5.2.1 筛选稳定表达的细胞系 | 第56-57页 |
| 5.2.2 细胞计数 | 第57-58页 |
| 5.2.3 软琼脂克隆集落形成实验 | 第58页 |
| 5.2.4 准备裸鼠 | 第58页 |
| 5.2.5 扩大培养 | 第58页 |
| 5.2.6 构建异植瘤裸鼠模型 | 第58-59页 |
| 5.2.7 取肿瘤 | 第59页 |
| 5.2.8 肿瘤组织总蛋白提取 | 第59页 |
| 5.2.9 肿瘤细胞总蛋白浓度测定 | 第59页 |
| 5.2.10 蛋白质免疫印迹法检测目的蛋白含量变化 | 第59页 |
| 5.2.11 葡萄糖消耗的检测 | 第59-60页 |
| 5.2.12 乳酸盐释放的检测 | 第60页 |
| 5.3 统计学分析 | 第60页 |
| 5.4 实验结果 | 第60-62页 |
| 5.4.1 PPARγ/F70位点是抑制肿瘤生长的关键位点 | 第60-61页 |
| 5.4.2 PPARγ诱导c-Myc自噬降解影响肿瘤细胞的葡萄糖摄取 | 第61-62页 |
| 5.5 本章小结 | 第62-64页 |
| 第六章 总结 | 第64-66页 |
| 6.1 PPARγ诱导c-Myc自噬降解 | 第64页 |
| 6.2 PPARγ与c-Myc相互作用 | 第64-65页 |
| 6.3 PPARγ中的LC3相互作用域是诱导c-Myc降解的关键 | 第65页 |
| 6.4 PPARγ/c-Myc通路抑制肿瘤生长 | 第65-66页 |
| 参考文献 | 第66-75页 |
| 致谢 | 第75-77页 |
| 在读期间的学术成果 | 第77页 |
