摘要 | 第5-6页 |
abstract | 第6-7页 |
第一章 引言 | 第15-26页 |
1.1 国内外研究进展 | 第15-25页 |
1.1.1 PPRV的分子病原学特点 | 第15-20页 |
1.1.1.1 PPRV的分布 | 第15页 |
1.1.1.2 PPRV感染的宿主范围 | 第15-16页 |
1.1.1.3 病毒的传播及扩散 | 第16页 |
1.1.1.4 病毒的分子生物学特征 | 第16-19页 |
1.1.1.5 疫苗 | 第19-20页 |
1.1.2 宿主对PPRV的天然免疫应答 | 第20-21页 |
1.1.3 干扰素的抗病毒作用 | 第21-22页 |
1.1.4 自噬相关蛋白在天然免疫中的作用 | 第22-23页 |
1.1.5 病毒唑(ribavirin)在抗病毒临床中的应用 | 第23-24页 |
1.1.6 宿主细胞黏着斑蛋白对病毒复制的影响 | 第24-25页 |
1.2 研究的目的与意义 | 第25-26页 |
第二章 PPRV基因组遗传进化的特征 | 第26-43页 |
2.1 实验材料 | 第26-29页 |
2.1.1 PPRV基因组序列 | 第26-27页 |
2.1.2 宿主密码子数据 | 第27-29页 |
2.2 实验方法 | 第29-31页 |
2.2.1 PPRV基因核苷酸使用偏嗜性的分析 | 第29页 |
2.2.2 PPRV基因密码子使用偏嗜性的分析 | 第29-30页 |
2.2.3 PPRV与宿主密码子使用的相似性 | 第30页 |
2.2.4 PPRV核衣壳蛋白(N)二级结构的分析 | 第30-31页 |
2.3 实验结果 | 第31-41页 |
2.3.1 PPRV在基因水平上核苷酸使用模式 | 第31-34页 |
2.3.2 PPRV不同基因在密码子使用模式上与宿主的适应性 | 第34-35页 |
2.3.3 PPRV不同基因同义密码子使用的特点 | 第35-38页 |
2.3.4 PPRVN蛋白高级结构的分析 | 第38页 |
2.3.5 密码子使用对于PPRVN蛋白折叠构象的影响 | 第38-39页 |
2.3.6 翻译速率在两种不同折叠构象连接处的变化 | 第39-41页 |
2.4 讨论 | 第41-43页 |
第三章 宿主细胞抗PPRV感染的天然免疫应答 | 第43-61页 |
3.1 实验耗材、试剂及其配制方法 | 第43-46页 |
3.1.1 细胞、病毒、质粒和引物 | 第43页 |
3.1.2 主要溶液的配置 | 第43-46页 |
3.1.3 实验设备 | 第46页 |
3.2 实验方法 | 第46-51页 |
3.2.1 PPRV在HEK293T细胞中的增殖 | 第46页 |
3.2.2 PPRV感染HEK293T细胞后激活IFN及ISG | 第46页 |
3.2.3 外源IFN的抗病毒作用 | 第46-47页 |
3.2.3.1 IFNalpha2b的抗病毒作用 | 第47页 |
3.2.3.2 IFNλ3的抗病毒作用 | 第47页 |
3.2.4 Jakinhibitor抑制IFN通路 | 第47-48页 |
3.2.4.1 Jakinhibitor抑制内源性的IFN通路 | 第47页 |
3.2.4.2 Jakinhibitor抑制外源性的IFN通路 | 第47-48页 |
3.2.5 PPRV激活Atg13基因的转录 | 第48页 |
3.2.6 Atg13蛋白对PPRV复制的调控作用 | 第48-49页 |
3.2.6.1 过表达Atg13基因对PPRV复制的影响作用 | 第48-49页 |
3.2.6.2 敲低Atg13基因对I型IFN信号通路的影响作用 | 第49页 |
3.2.7 Atg13蛋白激活产生的IFN抑制PPRV的作用 | 第49页 |
3.2.8 荧光定量PCR | 第49-50页 |
3.2.9 CCK8检测药物对细胞的毒性实验 | 第50页 |
3.2.10 统计学分析 | 第50-51页 |
3.3 实验结果 | 第51-59页 |
3.3.1 PPRV在HEK293T细胞中的增殖 | 第51页 |
3.3.2 PPRV感染HEK293T细胞后可激活产生IFN-β、IFN-λ3及相关ISG | 第51-52页 |
3.3.3 外源IFN的抗病毒作用 | 第52-54页 |
3.3.3.1 IFN-alpha-2b在HEK293T细胞中的抗PPRV感染作用 | 第52-54页 |
3.3.3.2 IFN-λ3在HEK293T细胞中的抗PPRV感染作用 | 第54页 |
3.3.4 Jakinhibitor抑制IFN通路 | 第54-55页 |
3.3.4.1 Jakinhibitor抑制内源性的IFN通路 | 第54-55页 |
3.3.4.2 Jakinhibitor抑制外源性的IFN通路 | 第55页 |
3.3.5 细胞毒性实验 | 第55-56页 |
3.3.6 PPRV激活Atg13基因的转录 | 第56-57页 |
3.3.7 过表达Atg13基因对PPRV复制的影响作用 | 第57页 |
3.3.8 敲低Atg13基因对I型IFN信号通路的影响 | 第57-58页 |
3.3.9 Atg13蛋白激活产生的IFN对PPRV的抑制作用 | 第58-59页 |
3.4 讨论 | 第59-61页 |
第四章 病毒唑和霉酚酸的抗PPRV作用 | 第61-71页 |
4.1 实验材料 | 第61-62页 |
4.1.1 细胞、病毒 | 第61页 |
4.1.2 实验耗材、试剂及其配制方法 | 第61-62页 |
4.1.3 实验设备 | 第62页 |
4.2 实验方法 | 第62-64页 |
4.2.1 药物毒性实验 | 第62页 |
4.2.2 Ribavirin抑制病毒增殖实验 | 第62-64页 |
4.2.2.1 Ribavirin抑制PPRV增殖的作用 | 第62-63页 |
4.2.2.2 Ribavirin抑制PPRV增殖作用的时间-效应关系 | 第63页 |
4.2.2.3 Ribavirin抑制PPRV增殖作用的剂量-效应关系 | 第63页 |
4.2.2.4 确定Ribavirin作用72h的最佳抗病毒作用浓度 | 第63页 |
4.2.2.5 Guanosine抑制ribavirin抗PPRV增殖作用 | 第63-64页 |
4.2.3 Mycophenolic抑制PPRV增殖作用 | 第64页 |
4.2.3.1 Mycophenolic抑制PPRV增殖作用 | 第64页 |
4.2.3.2 Guansine抑制Mycophenolic抗PPRV增殖作用 | 第64页 |
4.2.4 荧光定量PCR | 第64页 |
4.2.5 统计学分析 | 第64页 |
4.3 结果 | 第64-69页 |
4.3.1 药物毒性实验 | 第64-65页 |
4.3.2 Ribavirin抑制PPRV增殖的作用及最佳作用浓度 | 第65-66页 |
4.3.3 Ribavirin抑制PPRV增殖的时间效应 | 第66页 |
4.3.4 确定Ribavirin对PPRV作用的最佳浓度 | 第66-67页 |
4.3.5 Ribavirin-Guanosine抑制病毒增殖实验 | 第67页 |
4.3.6 Mycophenolic抑制PPRV增殖作用 | 第67-68页 |
4.3.7 Guansine抑制Mycophenolic抗PPRV/Nigeria75/1增殖作用 | 第68-69页 |
4.4 讨论 | 第69-71页 |
第五章 细胞内黏着斑蛋白对病毒复制的影响 | 第71-80页 |
5.1 实验材料 | 第71-72页 |
5.1.1 细胞、病毒及质粒 | 第71页 |
5.1.2 实验耗材、试剂及其配制方法 | 第71-72页 |
5.1.3 实验设备 | 第72页 |
5.2 实验方法 | 第72-76页 |
5.2.1 敲除质粒的构建 | 第72-74页 |
5.2.2 基因敲除细胞系构建 | 第74页 |
5.2.3 敲除细胞系的鉴定 | 第74页 |
5.2.4 细胞分选 | 第74页 |
5.2.5 Western-blot检测 | 第74-75页 |
5.2.6 单克隆细胞的PCR及测序鉴定 | 第75页 |
5.2.7 细胞迁移实验 | 第75页 |
5.2.8 PPRV在Vero细胞中的增殖实验 | 第75页 |
5.2.9 统计学分析 | 第75-76页 |
5.3 实验结果 | 第76-78页 |
5.3.1 vinculin敲除质粒的构建 | 第76页 |
5.3.2 基因敲除细胞系 | 第76页 |
5.3.3 敲除细胞系的PCR及测序鉴定 | 第76页 |
5.3.4 Western-blot检测 | 第76-77页 |
5.3.5 细胞迁移实验 | 第77-78页 |
5.3.6 PPRV在Vero细胞中的增殖实验 | 第78页 |
5.4 讨论 | 第78-80页 |
第六章 全文结论 | 第80-81页 |
参考文献 | 第81-93页 |
致谢 | 第93-94页 |
作者简历 | 第94页 |