| 摘要 | 第7-12页 |
| Abstract | 第12-16页 |
| 主要英文缩略词索引 | 第22-24页 |
| 第一章 绪论 | 第24-37页 |
| 1.1 APS概述 | 第24-25页 |
| 1.2 APS流行病学和病因学 | 第25-26页 |
| 1.2.1 APS流行病学 | 第25-26页 |
| 1.2.2 APS病因学 | 第26页 |
| 1.3 APS血栓形成的致病机制 | 第26-29页 |
| 1.4 APS诊断的临床标准和实验室标准 | 第29页 |
| 1.5 β_2GPI与抗β_2GPI抗体 | 第29-31页 |
| 1.6 TLR4在APS中的作用 | 第31-33页 |
| 1.7 NF-κB在APS中的作用 | 第33-34页 |
| 1.8 mTOR和AP-1在APS中的作用 | 第34-35页 |
| 1.9 APS的治疗 | 第35-36页 |
| 1.10 结语 | 第36-37页 |
| 第二章 研究目的、内容、方法、实验方案设计与意义 | 第37-44页 |
| 2.1 研究目的 | 第37页 |
| 2.2 研究内容 | 第37-39页 |
| 2.2.1 NF-κB和c-Jun/AP-1是否参与抗β_2GPI抗体诱导小鼠促血栓和促炎分子表达的过程,为APS致病机制提供实验和理论依据 | 第37-38页 |
| 2.2.2 mTOR是否参与介导了抗β_2GPI抗体/β_2GPI或APS-IgG/β_2GPI复合物诱导单核细胞表达TF和IL-8的过程,及TLR4/MAPKs/NF-κB信号通路在其中的作用研究 | 第38-39页 |
| 2.3 研究方法与技术 | 第39-40页 |
| 2.4 实验方案的设计 | 第40-42页 |
| 2.4.1 NF-κB和c-Jun/AP-1在抗β_2GPI抗体诱导小鼠促血栓和促炎分子表达中的作用(体内实验) | 第40-41页 |
| 2.4.2 mTOR在抗β_2GPI抗体/β_2GPI或APS-IgG/β_2GPI复合物诱导单核细胞TF和IL-8表达中的作用(体内实验) | 第41-42页 |
| 2.5 研究意义 | 第42-44页 |
| 第三章 NF-κB和c-Jun/AP-1在抗β_2GPI自身抗体诱导小鼠血栓相关分子表达中的作用 | 第44-77页 |
| 3.1 材料和试剂 | 第45-50页 |
| 3.1.1 主要材料 | 第45页 |
| 3.1.2 主要试剂 | 第45-47页 |
| 3.1.3 其它试剂 | 第47页 |
| 3.1.4 主要溶液 | 第47-50页 |
| 3.1.5 主要仪器 | 第50页 |
| 3.2 方法 | 第50-62页 |
| 3.2.1 人血浆β_2GPI的提取 | 第50-51页 |
| 3.2.2 APS患者血清总IgG、免疫前兔血清总IgG以及兔抗人β_2GPI多克隆抗体的制备 | 第51-52页 |
| 3.2.3 构建EAPS小鼠模型 | 第52页 |
| 3.2.4 小鼠颈动脉以及胸主动脉匀浆的制备 | 第52-53页 |
| 3.2.5 小鼠腹腔巨噬细胞提取 | 第53页 |
| 3.2.6 血管组织匀浆和巨噬细胞总蛋白的提取及Western blotting | 第53-56页 |
| 3.2.7 细胞总RNA的提取和逆转录 | 第56-57页 |
| 3.2.8 RT-qPCR分析 | 第57-60页 |
| 3.2.9 小鼠腹腔巨噬细胞免疫荧光染色(immunofluorescence staining) | 第60-61页 |
| 3.2.10 血管组织匀浆和巨噬细胞内TF活性检测 | 第61页 |
| 3.2.11 统计学分析 | 第61-62页 |
| 3.3 结果 | 第62-73页 |
| 3.3.1 抗β_22GPI抗体和IgG-APS增强小鼠腹腔巨噬细胞NF-κB和c-Jun/AP-1的磷酸化水平 | 第62-63页 |
| 3.3.2 PDTC和姜黄素减弱抗β_2GPI抗体诱导小鼠NF-κB和c-Jun/AP-1的磷酸化水平 | 第63-65页 |
| 3.3.3 PDTC和姜黄素抑制抗β_2GPI抗体诱导小鼠TF的表达和活性 | 第65-68页 |
| 3.3.4 PDTC和姜黄素降低抗β_2GPI抗体刺激小鼠主动脉粘附分子的表达 | 第68-70页 |
| 3.3.5 PDTC和姜黄素抑制抗β_2GPI抗体刺激的小鼠腹腔巨噬细胞炎症因子的表达 | 第70-73页 |
| 3.4 讨论 | 第73-77页 |
| 第四章 mTOR活化对抗β_2GPI抗体/β_2GPI复合物诱导单核细胞表达TF和IL-8表达的影响 | 第77-101页 |
| 4.1 材料和试剂 | 第78-80页 |
| 4.1.1 主要材料 | 第78页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第78-79页 |
| 4.1.3 其它试剂 | 第79页 |
| 4.1.4 主要溶液 | 第79-80页 |
| 4.1.5 主要仪器 | 第80页 |
| 4.2 方法 | 第80-86页 |
| 4.2.1 单核细胞株THP-1细胞的培养 | 第80-81页 |
| 4.2.2 人外周血单核细胞的提取和培养 | 第81页 |
| 4.2.3 人血浆提纯β_2GPI构象的改变 | 第81页 |
| 4.2.4 细胞处理 | 第81-82页 |
| 4.2.5 MTT检测细胞活力 | 第82-83页 |
| 4.2.6 细胞总蛋白的提取及Western blotting | 第83页 |
| 4.2.7 细胞总RNA提取及RT-qPCR分析 | 第83-84页 |
| 4.2.8 TF活性检测 | 第84-85页 |
| 4.2.9 酶联免疫吸附测定(enzyme linked immunosorbent assay,ELISA)检测细胞IL-8的蛋白表达水平 | 第85页 |
| 4.2.10 统计学分析 | 第85-86页 |
| 4.3 结果 | 第86-97页 |
| 4.3.1 抗β_2GPI抗体/β_2GPI或APS-IgG/β_2GPI均能诱导单核细胞TF和IL-8的表达 | 第86-87页 |
| 4.3.2 抗β_2GPI抗体/β_2GPI或APS-IgG/β_2GPI复合物诱导单核细胞mTOR活化 | 第87-89页 |
| 4.3.3 雷帕霉素抑制抗β_2GPI抗体/β_2GPI诱导单核细胞mTOR的磷酸化水平 | 第89-91页 |
| 4.3.4 雷帕霉素在用抗β_2GPI/β_2GPI和APS-IgG/β_2GPI复合物处理的单核细胞中抑制TF和IL-8的表达 | 第91-93页 |
| 4.3.5 雷帕霉素对下游分子活化的抑制作用 | 第93-95页 |
| 4.3.6 不同抑制剂对抗β_2GPI抗体/β_2GPI诱导THP-1细胞中mTOR磷酸化水平的影响 | 第95-97页 |
| 4.4 讨论 | 第97-101页 |
| 第五章 主要结论、学术创新与展望 | 第101-103页 |
| 6.1 主要结论 | 第101页 |
| 6.2 学术创新 | 第101-102页 |
| 6.3 展望 | 第102-103页 |
| 参考文献 | 第103-119页 |
| 致谢 | 第119-121页 |
| 攻读博士学位期间发表的学术论文及其他科研成果 | 第121页 |
| 一、攻读博士学位期间发表的文章 | 第121页 |
| 二、攻读博士学位期间参加的学术会议 | 第121页 |
| 三、攻读博士学位期间参加的课题 | 第121页 |
