| 摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-7页 |
| 第1章 综述 | 第15-37页 |
| 1.1 肿瘤血管生成的研究 | 第15-19页 |
| 1.1.1 肿瘤血管生成的概述 | 第15-16页 |
| 1.1.2 肿瘤血管生成的启动 | 第16页 |
| 1.1.3 肿瘤血管的特点及其微环境 | 第16-19页 |
| 1.2 迁移侵袭抑制蛋白(MIIP)功能简介 | 第19-25页 |
| 1.2.1 MIIP结构特点 | 第19-20页 |
| 1.2.2 MIIP在肿瘤中的作用 | 第20-21页 |
| 1.2.3 MIIP抑制肿瘤细胞迁移和侵袭的机制 | 第21-24页 |
| 1.2.4 MIIP调节细胞有丝分裂 | 第24-25页 |
| 1.2.5 MIIP小结 | 第25页 |
| 1.3 血管生成的主要影响因素 | 第25-34页 |
| 1.3.1 血管内皮生长因子/血管内皮生长因子受体(VEGF/VEGFR) | 第25-27页 |
| 1.3.2 FGF/FGFR | 第27-28页 |
| 1.3.3 血小板源性生长因子及其受体(PDGF/PDGFR) | 第28页 |
| 1.3.4 血管生成素(angiopoietin,ANG)及其受体(Tie-2)构成的信号转导系统 | 第28-29页 |
| 1.3.5 肝细胞生长因子(hepatocyte growth factor,HGF)及其受体 c-Met | 第29-30页 |
| 1.3.6 转染过程中的重排(RET) | 第30页 |
| 1.3.7 FAK(Focal adhesion kinase)信号通路与血管生成 | 第30-31页 |
| 1.3.8 抑制肿瘤血管生成的有关药物 | 第31-32页 |
| 1.3.9 基质金属蛋白酶家族(Matrix metalloproteinases,MMPs) | 第32-33页 |
| 1.3.10 小结 | 第33-34页 |
| 1.4 抗血管生成的研究 | 第34-37页 |
| 1.4.1 抗血管疗法的原理 | 第34-35页 |
| 1.4.2 微环境稳态对抗血管疗法的重要性 | 第35-36页 |
| 1.4.3 血管标志物 | 第36-37页 |
| 第2章 MIIP对血管内皮细胞血管生成的影响 | 第37-67页 |
| 2.1 实验材料与试剂 | 第37-41页 |
| 2.1.1 主要试剂与材料 | 第37-39页 |
| 2.1.2 抗体 | 第39页 |
| 2.1.3 仪器设备 | 第39-40页 |
| 2.1.4 试剂配制 | 第40-41页 |
| 2.2 实验方法 | 第41-51页 |
| 2.2.1 真核表达载体pcDNA3.0-MIIP的构建 | 第41-44页 |
| 2.2.2 细胞处理 | 第44-45页 |
| 2.2.2.1 细胞冻存 | 第44-45页 |
| 2.2.2.2 细胞复苏 | 第45页 |
| 2.2.2.3 细胞瞬时转染 | 第45页 |
| 2.2.3 Western blotting | 第45-47页 |
| 2.2.4 划痕愈合实验(Wound healing assay) | 第47页 |
| 2.2.5 HUVEC体外迁移实验 | 第47-48页 |
| 2.2.6 HUVEC体外侵袭实验 | 第48页 |
| 2.2.7 HUVEC体外成管实验(Tube formation assay) | 第48-49页 |
| 2.2.8 裸鼠皮下HUVEC+ Matrigel plug体内血管新生实验 | 第49-50页 |
| 2.2.9 MTT比色法检测内皮细胞生长曲线 | 第50-51页 |
| 2.2.10 胸腺嘧啶核苷酸类似物(EdU法)检测内皮细胞增殖实验 | 第51页 |
| 2.3 实验结果 | 第51-62页 |
| 2.3.1 真核表达载体pcDNA3.0-MIIP的构建及鉴定 | 第51-52页 |
| 2.3.2 外源MIIP转染HUVEC及MIIP表达水平的鉴定 | 第52-53页 |
| 2.3.3 MIIP抑制HUVEC的迁移能力 | 第53-55页 |
| 2.3.4 MIIP抑制HUVEC的侵袭能力 | 第55页 |
| 2.3.5 MIIP对HUVEC体外成管(Tube formation)能力的影响 | 第55-57页 |
| 2.3.6 MIIP在体内对HUVEC血管新生的影响 | 第57-58页 |
| 2.3.7 MIIP对HUVEC增殖作用的影响 | 第58-60页 |
| 2.3.8 MIIP对HUVEC中相关信号通路的影响 | 第60-62页 |
| 2.4 讨论 | 第62-65页 |
| 2.5 结论 | 第65-67页 |
| 第3章 不同MIIP表达水平的肿瘤细胞条件培养基对血管生成能力的影响 | 第67-87页 |
| 3.1 实验材料与试剂 | 第68-70页 |
| 3.1.1 菌株、质粒和细胞株 | 第68页 |
| 3.1.2 仪器设备 | 第68-69页 |
| 3.1.3 试剂 | 第69页 |
| 3.1.4 实验动物 | 第69-70页 |
| 3.1.5 试剂配制 | 第70页 |
| 3.2 实验方法 | 第70-73页 |
| 3.2.1 MIIP稳定转染细胞系的建立 | 第70-71页 |
| 3.2.2 Western blotting检测MIIP表达水平 | 第71页 |
| 3.2.3 条件培养基(Conditioned Medium)的浓缩与分析 | 第71-72页 |
| 3.2.4 鸡胚尿囊膜实验(Chorioallantoic Membrane Assay) | 第72页 |
| 3.2.5 大鼠主动脉环形成实验(Rat aortic ring assay) | 第72-73页 |
| 3.3 实验结果 | 第73-84页 |
| 3.3.1 pcDNA3.0-MIIP转染MDA-MB-231乳腺癌细胞及MIIP表达水平鉴定 | 第73-74页 |
| 3.3.2 shMIIP在BT-549乳腺癌细胞中MIIP表达水平鉴定 | 第74-75页 |
| 3.3.3 MIIP/MDA-MB-231条件培养基抑制鸡胚尿囊膜血管生成反应 | 第75-77页 |
| 3.3.4 shMIIP/BT549条件培养基促进鸡胚尿囊膜血管生成反应 | 第77-78页 |
| 3.3.5 MIIP/MDA-MB-231条件培养基抑制大鼠主动脉环形成实验 | 第78-80页 |
| 3.3.6 shMIIP/BT549的条件培养基促进大鼠主动脉环形成实验 | 第80-82页 |
| 3.3.7 条件培养基中VEGF-A和MMP-2,MMP-9含量分析 | 第82-84页 |
| 3.4 讨论 | 第84-86页 |
| 3.5 结论 | 第86-87页 |
| 第4章 MIIP抗肿瘤血管生成的机制研究 | 第87-97页 |
| 4.1 实验材料与试剂 | 第87-89页 |
| 4.1.1 载体 | 第87页 |
| 4.1.2 实验动物 | 第87页 |
| 4.1.3 仪器设备 | 第87-88页 |
| 4.1.4 主要试剂 | 第88-89页 |
| 4.1.5 抗体 | 第89页 |
| 4.1.6 试剂配制 | 第89页 |
| 4.2 实验方法 | 第89-91页 |
| 4.2.1 裸鼠种植瘤 | 第89-90页 |
| 4.2.2 免疫组织化学 | 第90-91页 |
| 4.2.3 细胞培养 | 第91页 |
| 4.3 实验结果 | 第91-93页 |
| 4.3.1 MIIP/MDA-MB-231对裸鼠移植瘤组织中CD31表达水平的影响 | 第91-92页 |
| 4.3.2 MIIP/MDA-MB-231中VEGF-A,HIF1-α表达水平 | 第92-93页 |
| 4.4 讨论 | 第93-95页 |
| 4.5 结论 | 第95-97页 |
| 第5章 结论 | 第97-99页 |
| 参考文献 | 第99-113页 |
| 附录 | 第113-115页 |
| 致谢 | 第115-117页 |
| 攻读博士学位期间科研成果 | 第117页 |
