| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 第一章 前言 | 第12-21页 |
| 1.1 花器官形成机理及ABC、ABCD、ABCDE模型的建立 | 第12-13页 |
| 1.2 心皮发育的相关基因研究进展 | 第13-15页 |
| 1.3 TPD1基因与植物的生长发育 | 第15-16页 |
| 1.4 LRR-RLK富含亮氨酸受体激酶与植物的发育 | 第16-17页 |
| 1.5 细胞信号转导对植物分裂与分化的影响 | 第17-18页 |
| 1.6 TPD1与EMS1之间的关系 | 第18页 |
| 1.7 荠菜在进化过程中的历史意义 | 第18-19页 |
| 1.8 研究的目的与意义 | 第19-21页 |
| 第二章 荠菜TPD1基因的克隆及其在心皮中的表达分析 | 第21-38页 |
| 1 材料与试剂 | 第21-22页 |
| 1.1 植物材料 | 第21页 |
| 1.2 菌株 | 第21页 |
| 1.3 试剂与仪器 | 第21-22页 |
| 2 实验方法 | 第22-30页 |
| 2.1 荠菜TPD1基因全长的克隆 | 第22-27页 |
| 2.1.1 CTAB法提取荠菜的总DNA | 第22页 |
| 2.1.2 荠菜CbTPD1基因全长片段的PCR扩增 | 第22-24页 |
| 2.1.3 切胶回收目的片段 | 第24页 |
| 2.1.4 DNA片段的加尾 | 第24页 |
| 2.1.5 目的片段连接pMD18-T载体 | 第24-25页 |
| 2.1.6 制备大肠杆菌DH5a感受态细胞及热激转化 | 第25页 |
| 2.1.7 菌落PCR检测转化子及酶切检测 | 第25-27页 |
| 2.2 荠菜TPD1基因cDNA的克隆与分析 | 第27-29页 |
| 2.2.1 引物的设计 | 第27页 |
| 2.2.2 荠菜RNA的提取 | 第27-28页 |
| 2.2.3 荠菜mRNA反转录成cDNA | 第28页 |
| 2.2.4 荠菜TPD1基因cDNA的PCR扩增 | 第28-29页 |
| 2.2.5 荠菜TPD1基因的序列分析 | 第29页 |
| 2.3 荠菜、拟南芥三个不同发育时期心皮的荧光定量用cDNA样品的制备 | 第29页 |
| 2.4 荧光定量引物的设计 | 第29页 |
| 2.5 荧光定量反应体系的设置 | 第29-30页 |
| 2.6 RealTimePCR反应 | 第30页 |
| 3 结果与分析 | 第30-37页 |
| 3.1 荠菜CbTPD1基因全长的克隆 | 第30-31页 |
| 3.2 荠菜CbTPD1基因序列的分析 | 第31-33页 |
| 3.3 荠菜TPD1基因cDNA序列的分析 | 第33-34页 |
| 3.4 荠菜TPD1基因核苷酸的序列翻译 | 第34页 |
| 3.5 荠菜TPD1基因氨基酸序列BLAST结果 | 第34-36页 |
| 3.7 TPD1基因分别在拟南芥与荠菜心皮的荧光定量表达结果 | 第36-37页 |
| 4 讨论 | 第37-38页 |
| 第三章 TPD1pro基因启动子GUS报告载体的构建及遗传转化研究 | 第38-56页 |
| 1 材料试剂与设备 | 第38-39页 |
| 1.1 植物材料 | 第38页 |
| 1.2 菌株 | 第38页 |
| 1.3 试剂 | 第38页 |
| 1.4 仪器与设备 | 第38-39页 |
| 2 实验方法 | 第39-48页 |
| 2.1 引物设计 | 第39页 |
| 2.2 CTAB法提取哥伦比亚型拟南芥(Col)总DNA | 第39页 |
| 2.3 拟南芥AtTPD1pro基因启动子的克隆 | 第39-44页 |
| 2.3.1 拟南芥AtTPD1pro基因启动子加尾与T载体连接及菌落PCR检测 | 第40页 |
| 2.3.2 pCA1301-CbTPD1pro::GUS,pCA1301-AtTPD1pro::GUS重组载体的构建及检测 | 第40-41页 |
| 2.3.3 CbTPD1pro,AtTPD1基因的片段和载体酶切及回收。 | 第41-42页 |
| 2.3.4 CbTPD1pro,AtTPD1pro基因的片段与载体连接 | 第42页 |
| 2.3.5 重组分子的转化以及检测 | 第42-44页 |
| 2.4 重组质粒转化根癌农杆菌GV3101及拟南芥的遗传转化 | 第44-45页 |
| 2.4.1 重组子转化根癌农杆菌GV | 第44页 |
| 2.4.2 重组质粒电击转化农杆菌GV | 第44-45页 |
| 2.4.3 菌落PCR法检测农杆菌GV3101转化子 | 第45页 |
| 2.5 重组质粒转化拟南芥及转基因植株的筛选 | 第45-47页 |
| 2.5.1 浸花序法转化哥伦比亚型拟南芥 | 第45-46页 |
| 2.5.2 转基因植株的筛选及分子检测 | 第46-47页 |
| 2.5.3 转基因植株纯合子的筛选 | 第47页 |
| 2.6 转化植株的GUS染色,脱色及其观察 | 第47-48页 |
| 2.6.1 GUS染色液的配置 | 第47页 |
| 2.6.2 转基因植株的GUS染色,脱色及其观察 | 第47-48页 |
| 3 结果与分析 | 第48-56页 |
| 3.1 荠菜CbTPD1pro、拟南芥AtTPD1pro基因启动子的克隆 | 第48页 |
| 3.2 pCA1301-CbTPD1pro::GUS,pCA1301-AtTPD1pro::GUS载体构建的电泳检测 | 第48-49页 |
| 3.3 拟南芥AtTPD1pro基因启动子与荠菜CbTPD1pro基因启动子元件分析比较 | 第49-51页 |
| 3.4 CbTPD1pro::GUS与AtTPD1pro::GUS转基因拟南芥的筛选及PCR分子检测 | 第51-53页 |
| 3.5 CbTPD1pro::GUS/AtTPD1pro::GUS转化植株的组织GUS染色分析 | 第53-56页 |
| 第四章 荠菜TPD1基因异位表达及特异性表达等相关载体的构建及拟南芥的转化研究 | 第56-68页 |
| 1 材料与试剂 | 第56页 |
| 1.1 材料 | 第56页 |
| 1.2 试剂 | 第56页 |
| 1.3 仪器与设备 | 第56页 |
| 2 实验方法 | 第56-61页 |
| 2.1 引物设计 | 第56-57页 |
| 2.2 pWM101-CbTPD1pro::CbTPD1,pWM101-35S::CbTPD1,重组载体的构建及检测 | 第57-61页 |
| 2.2.1 目的片断CbTPD1(含启动子序列)、CbTPD1(不含启动子)的获得 | 第57-58页 |
| 2.2.2 CbTPD1(含启动子序列),CbTPD1(不含启动子)酶切及回收。 | 第58-59页 |
| 2.2.3 CbTPD1(含启动子序列),CbTPD1(不含启动子)基因片段与载体连接 | 第59页 |
| 2.2.4 重组分子的转化以及检测 | 第59-61页 |
| 2.3 重组质粒转化根癌农杆菌GV3101及拟南芥的遗传转化 | 第61页 |
| 2.3.1 分子检测引物设计 | 第61页 |
| 2.3.2 重组质粒转化拟南芥及转基因植株的筛选 | 第61页 |
| 2.3.4 转基因植株纯合子的心皮形态的显微观察 | 第61页 |
| 3 结果与分析 | 第61-67页 |
| 3.1 pWM101-CbTPD1pro::CbTPD1,pWM101-35S::CbTPD1载体构建的电泳检测 | 第61-63页 |
| 3.2 转基因植株的抗性筛选 | 第63-64页 |
| 3.3 转基因纯合子植株及其心皮形态的观察 | 第64-67页 |
| 3.3.1 转基因T2代拟南芥植株形态的观察 | 第64-65页 |
| 3.3.2 荠菜CbTPD1基因转拟南芥植株心皮形态观察 | 第65-67页 |
| 4 讨论 | 第67-68页 |
| 第五章 荠菜与拟南芥TPD1基因启动子元件差异的分析 | 第68-73页 |
| 1 材料与试剂 | 第68页 |
| 1.1 材料 | 第68页 |
| 1.2 试剂 | 第68页 |
| 2 仪器与设备 | 第68页 |
| 3 实验方法 | 第68-69页 |
| 3.1 转pWM101-CbTPD1pro::CbTPD1拟南芥,野生型拟南芥植株的种植 | 第68-69页 |
| 3.2 外源水杨酸,赤霉素对拟南芥的处理 | 第69页 |
| 4 实验结果与分析 | 第69-71页 |
| 5 讨论 | 第71-73页 |
| 第六章 总结与讨论 | 第73-75页 |
| 参考文献 | 第75-83页 |
| 附录1：本研究所使用的载体图谱 | 第83-84页 |
| 附录2：缩略词表 | 第84-85页 |
| 致谢 | 第85-87页 |
| 作者简介 | 第87页 |
