| 中文摘要 | 第4-7页 |
| abstract | 第7-9页 |
| 第1章 绪论 | 第15-17页 |
| 第2章 文献综述 | 第17-27页 |
| 2.1 缺氧及缺氧诱导因子(HIF-1) | 第17-21页 |
| 2.1.1 缺氧微环境的形成原因 | 第17-19页 |
| 2.1.2 缺氧诱导因子(HIF-1) | 第19-21页 |
| 2.2 微小RNA | 第21-23页 |
| 2.2.1 MicroRNA产生及作用机理 | 第21-22页 |
| 2.2.2 MicroRNA的生物学特性 | 第22-23页 |
| 2.3 MicroRNA与胃癌的发生发展的机制的研究 | 第23页 |
| 2.4 RASSF家族 | 第23-27页 |
| 第3章 研究方案 | 第27-29页 |
| 3.1 缺氧、HIF-1α对miR-224的表达调控作用 | 第27页 |
| 3.2 miR-224对胃癌细胞增殖、侵袭、转移的作用。 | 第27-28页 |
| 3.3 miR-224在胃癌发生发展中的分子作用机制。 | 第28-29页 |
| 第4章 材料与方法 | 第29-49页 |
| 4.1 实验材料 | 第29-32页 |
| 4.1.1 细胞株 | 第29页 |
| 4.1.2 实验动物 | 第29页 |
| 4.1.3 胃癌组织标本 | 第29-30页 |
| 4.1.4 实验试剂 | 第30-31页 |
| 4.1.5 引物及其序列 | 第31-32页 |
| 4.1.6 实验仪器 | 第32页 |
| 4.2 实验方法 | 第32-49页 |
| 4.2.1 SGC-7901和MGC-803细胞培养 | 第32-34页 |
| 4.2.2 载体构建和质粒纯化 | 第34页 |
| 4.2.3 SGC-7901和MGC-803细胞转染(以6孔板为例) | 第34-36页 |
| 4.2.4 TRIzol法提取RNA并鉴定 | 第36-37页 |
| 4.2.5 RNA逆转录 | 第37-38页 |
| 4.2.6 实时荧光实量PCR | 第38页 |
| 4.2.7 聚丙烯酰胺凝胶电泳和WesternBlot检测蛋白表达 | 第38-40页 |
| 4.2.8 Northernblot | 第40-42页 |
| 4.2.9 MTT法检测细胞生长活力 | 第42-43页 |
| 4.2.10 平板克隆形成实验测定细胞增殖能力 | 第43页 |
| 4.2.11 体外划痕实验测定细胞迁移能力 | 第43-44页 |
| 4.2.12 Transwell实验测定细胞侵袭能力 | 第44页 |
| 4.2.13 构建荧光素酶报告基因 | 第44-45页 |
| 4.2.14 染色质免疫共沉淀(ChIP) | 第45-46页 |
| 4.2.15 裸鼠成瘤实验 | 第46-47页 |
| 4.2.16 检测NF-kB转录活性及p65易位 | 第47页 |
| 4.2.17 统计学分析 | 第47-49页 |
| 第5章 实验结果 | 第49-77页 |
| 5.1 胃癌细胞中miR-224具有缺氧反应性且HIF-1α上调其表达 | 第49-53页 |
| 5.1.1 缺氧条件下,胃癌细胞中miR-224表达上调 | 第49-51页 |
| 5.1.2 缺氧条件下,胃癌细胞中miR-224的上调具有时间依赖性 | 第51页 |
| 5.1.3 胃癌细胞中miR224的表达上调与HIF-1α有关 | 第51-53页 |
| 5.2 HIF-1α在转录水平上调miR-224表达 | 第53-56页 |
| 5.3 缺氧诱导下降低miR-224表达抑制细胞生长、迁移、侵袭 | 第56-62页 |
| 5.4 RASSF8是miR-224在胃癌中的直接作用靶点 | 第62-70页 |
| 5.5 RASSF8调节NF-KB缺氧转录活性及亚细胞的分布 | 第70-72页 |
| 5.6 利用PDTC选择性抑制NF-κB削弱敲减RASSF8诱导的细胞生长和侵袭的作用 | 第72-74页 |
| 5.7 miR-224和RASSF8在人胃癌标本中呈负相关表达 | 第74-77页 |
| 第6章 讨论 | 第77-81页 |
| 第7章 结论 | 第81-83页 |
| 第8章 创新点 | 第83-85页 |
| 参考文献 | 第85-92页 |
| 作者简介及在学期间所取得的科研成果 | 第92-93页 |
| 致谢 | 第93页 |
