| 符号说明 | 第6-14页 |
| 中文摘要 | 第14-17页 |
| Abstract | 第17-20页 |
| 1. 引言 | 第21-36页 |
| 1.1 鸭坦布苏病毒的概述 | 第21-22页 |
| 1.2 DTMUV的分子生物学特性 | 第22-26页 |
| 1.2.1 DTMUV的形态结构 | 第22页 |
| 1.2.2 DTMUV基因组特征和编码蛋白特点 | 第22-25页 |
| 1.2.3 DTMUV的细胞内的复制 | 第25-26页 |
| 1.2.4 DTMUV的理化特性及培养特性 | 第26页 |
| 1.3 DTMUV的研究进展 | 第26-28页 |
| 1.4 天然免疫概述 | 第28-31页 |
| 1.5 RLRS信号通路研究进展 | 第31-35页 |
| 1.5.1 RLRS家族成员概述 | 第31-33页 |
| 1.5.2 RLRS介导的信号转导 | 第33-35页 |
| 1.6 研究的目的意义 | 第35-36页 |
| 2. 材料和方法 | 第36-59页 |
| 2.1 试验材料 | 第36-44页 |
| 2.1.1 病毒株及抗体 | 第36页 |
| 2.1.2 试验动物及细胞 | 第36页 |
| 2.1.3 载体与质粒 | 第36页 |
| 2.1.4 引物及干扰分子 | 第36-41页 |
| 2.1.5 主要试剂及试剂盒 | 第41页 |
| 2.1.6 主要缓冲液及试剂的配制 | 第41-42页 |
| 2.1.7 主要仪器设备 | 第42-44页 |
| 2.1.8 分子生物学分析软件 | 第44页 |
| 2.2 试验方法 | 第44-59页 |
| 2.2.1 DMTUV对不同日龄鸭的致病性研究 | 第44-53页 |
| 2.2.1.1 DTMUV的增殖 | 第44页 |
| 2.2.1.2 DTMUV含量测定 | 第44-45页 |
| 2.2.1.3 动物实验设计 | 第45页 |
| 2.2.1.4 组织病理学检测 | 第45-46页 |
| 2.2.1.5 RNA提取及cDNA合成 | 第46-47页 |
| 2.2.1.6 质粒标准品的制备 | 第47-50页 |
| 2.2.1.6.1 DNA片段纯化回收 | 第47-48页 |
| 2.2.1.6.2 目的片段与T载体的连接 | 第48-49页 |
| 2.2.1.6.3 连接产物的转化 | 第49页 |
| 2.2.1.6.4 阳性克隆的鉴定及质粒提取 | 第49-50页 |
| 2.2.1.6.5 质粒浓度的测定 | 第50页 |
| 2.2.1.7 DTMUV增殖检测 | 第50-51页 |
| 2.2.1.8 血清中IFN-γ和IL-2 检测 | 第51-52页 |
| 2.2.1.9 血清中和抗体的检测 | 第52-53页 |
| 2.2.2 DTMUV感染诱导的天然免疫反应研究 | 第53-54页 |
| 2.2.2.1 鸭胚成纤维细胞（DEFs）的制备 | 第53页 |
| 2.2.2.2 动物实验设计 | 第53-54页 |
| 2.2.2.3 细胞因子检测 | 第54页 |
| 2.2.3 RIG-I和MDA5介导的抗DTMUV研究 | 第54-56页 |
| 2.2.3.1 鸭MAVS基因表达载体的构建 | 第54页 |
| 2.2.3.2 序列分析 | 第54页 |
| 2.2.3.3 荧光定量检测duMAVS的组织分布 | 第54页 |
| 2.2.3.4 质粒转染 | 第54-55页 |
| 2.2.3.5 间接免疫荧光 | 第55页 |
| 2.2.3.6 双荧光素酶报告实验 | 第55-56页 |
| 2.2.3.7 duMAVS的抗病毒实验 | 第56页 |
| 2.2.4 DTMUV对RIG-I和MDA5介导的抗病毒信号通路的拮抗作用 | 第56-59页 |
| 2.2.4.1 DTMUV各非结构蛋白的克隆表达 | 第56-57页 |
| 2.2.4.1.1 DTMUV各非结构蛋白真核表达质粒的构建 | 第56-57页 |
| 2.2.4.1.2 DTMUV各非结构蛋白真核表达质粒的表达 | 第57页 |
| 2.2.4.2 Western blot | 第57-58页 |
| 2.2.4.2.1 样品准备 | 第58页 |
| 2.2.4.2.2 印迹分析 | 第58页 |
| 2.2.4.3 双荧光素酶报告基因实验 | 第58-59页 |
| 2.2.4.4 激光共聚焦实验 | 第59页 |
| 2.2.5 统计分析 | 第59页 |
| 3. 结果与分析 | 第59-89页 |
| 3.1 DTMUV滴度测定及其标准曲线的构建 | 第59-61页 |
| 3.1.1 DTMUV的TCID50测定 | 第59-60页 |
| 3.1.2 DTMUV荧光定量标准曲线的建立 | 第60-61页 |
| 3.2 DTMUV对不同日龄鸭的致病性研究 | 第61-69页 |
| 3.2.1 DTMUV感染鸭的临床症状及剖检病变 | 第61-62页 |
| 3.2.2 DTMUV感染鸭的病理组织学分析 | 第62-66页 |
| 3.2.3 组织载毒量检测 | 第66-67页 |
| 3.2.4 DTMUV感染鸭血清IFN-Γ和IL-2 检测 | 第67-68页 |
| 3.2.5 DTMUV感染鸭血清中和抗体检测 | 第68-69页 |
| 3.3 DTMUV诱导的天然免疫反应研究 | 第69-74页 |
| 3.3.1 DTMUV感染3周龄雏鸭后诱导的天然免疫反应研究 | 第69-72页 |
| 3.3.1.1 DTMUV感染鸭脾脏和大脑PRRs的检测 | 第69-70页 |
| 3.3.1.2 DTMUV感染鸭脾脏和大脑IFNs及ISGs的检测 | 第70-71页 |
| 3.3.1.3 DTMUV感染鸭脾脏和大脑细胞因子的检测 | 第71-72页 |
| 3.3.2 DTMUV感染鸭胚成纤维细胞（DEFs）后诱导的天然免疫反应研究 | 第72-74页 |
| 3.3.2.1 DTMUV感染DEFs后PRRs的检测 | 第72-73页 |
| 3.3.2.2 DTMUV感染DEFS后I型IFNs及ISGs的检测 | 第73页 |
| 3.3.2.3 DTMUV感染DEFs后细胞因子的检测 | 第73-74页 |
| 3.4 RIG-I和MDA5介导的信号通路参与抗DTMUV感染 | 第74-86页 |
| 3.4.1 RIG-I和MDA5及其效应结构域真核表达载体的构建 | 第74-75页 |
| 3.4.2 过表达RIG-I、MDA5及其效应结构域抑制DTMUV的复制 | 第75-76页 |
| 3.4.3 RIG-I和MDA5通过NF-κB和IRF7参与抗DTMUV感染 | 第76-77页 |
| 3.4.4 MAVS蛋白在RIG-I和MDA5介导的抗DTMUV感染过程中的作用研究 | 第77-86页 |
| 3.4.4.1 duMAVS基因的克隆及序列分析 | 第77-80页 |
| 3.4.4.2 duMAVS在健康鸭中的组织分布及病毒感染鸭中的duMAVS的表达分析 | 第80-81页 |
| 3.4.4.3 duMAVS的功能特点 | 第81-82页 |
| 3.4.4.4 在DEFs上过表达duMAVS蛋白后诱导的细胞因子和ISGs | 第82-83页 |
| 3.4.4.5 duMAVS的抗病毒活性研究 | 第83-84页 |
| 3.4.4.6 duMAVS敲弱后能抑制polyI:C诱导的IFN-β | 第84-85页 |
| 3.4.4.7 duMAVS敲弱后能抑制细胞因子产量及其抗病毒活性 | 第85-86页 |
| 3.5 DTMUV非结构蛋白NS1对RIG-I和MDA5介导的信号通路的拮抗作用 | 第86-89页 |
| 3.5.1 DTMUV非结构蛋白的克隆表达 | 第86-88页 |
| 3.5.2 DTMUV的非结构蛋白NS1拮抗RIG-I和MDA5介导的信号通路 | 第88页 |
| 3.5.3 NS1可能通过与MAVS的相互作用拮抗RIG-I和MDA5介导的信号通路 | 第88-89页 |
| 4. 讨论 | 第89-96页 |
| 4.1 DTMUV对不同日龄鸭的致病性研究 | 第89-91页 |
| 4.2 DTMUV感染后诱导的天然免疫反应研究 | 第91-93页 |
| 4.3 RIG-I和MDA5介导的信号通路参与抗DTMUV免疫反应 | 第93-94页 |
| 4.4 DTMUV非结构蛋白NS1拮抗RIG-I和MDA5介导的免疫反应研究初探 | 第94-96页 |
| 5. 结论 | 第96-97页 |
| 参考文献 | 第97-113页 |
| 致谢 | 第113-114页 |
| 博士期间发表文章 | 第114-115页 |
